Thank you very much for your kind introduction. I am very glad to be here, I always enjoy very much the contact with the students.
And I also learn a lot, so it's a good meeting.
I would like to start by a little historical introduction of how the ubiquitin system was discovered
because I think that it might be instructive for young students to learn about how discoveries are made.
So I am interested for a long time now in the, almost 40 years, in the problem of how proteins are degraded in cells.
And that was the subject that interested very few people at the time when I started.
Even though it was evident already at that time, 1970, that intercellular protein degradation
is a basically important cellular process.
And the first slide shows you what we knew about it when I started to work on it in 1970.
It was known that abnormal proteins such as made by some mutations or some damages to proteins, rapidly eliminated from cells,
so that's important to remove them so that they won't get in the way.
However it was already clear at that time that intercellular protein degradation is not just a garbage disposal system
that removes bad proteins, it also acts on normal proteins and normal proteins were known to be selectively degraded
at very different rates. For example in the liver proteins were known to be degraded with half life times that ranged
between several minutes to many days, it was specific for the protein.
And usually regulatory proteins were known to be turned over very rapidly whereas house keeping proteins were more stable.
It was also known at that time that the levels of specific proteins in animal cells can be modulated,
not only by changes in the rates of their synthesis but also by changes in the rates of their degradation.
So it was recognised that protein degradation can have important roles in cellular degradation.
But it was not known how our proteins degraded in such a highly selective fashion.
So that was the knowledge when I came to the laboratory of Gordon Tomkins in the University of California for postdoctoral work.
And at that time Gordon was interested in how steroid hormones cause the increased synthesis of certain enzymes.
He worked on an enzyme called tyrosine aminotransferase.
And when I got there I saw it was a very large lab, more than 20 postdoctoral fellows and they all worked
on different aspects of the regulation of the synthesis of this enzymes.
So I thought this was a bit too crowded and asked Gordon to suggest another postdoctoral work
and he suggested why not degradation, study the degradation of the same enzyme which may also have some role
in the degradation of it. So that's how I got interested in protein degradation,
a subject on which I have been working ever since. And the next slide shows one of the first experiments
that I did in the lab of Gordon Tomkins.
I found then, quite by accident I must admit, that the degradation of this enzyme is inhibited
by inhibitors of several energy production such as potassium chloride.
It was very easy to measure the degradation of the enzyme, one added a steroid hormone
which caused a big increase in the level and just by washing out the hormone the increase synthesis stopped
and the degradation could be seen.
And as you can see it had a quite rapid degradation, half life time of about 2 to 3 hours.
And potassium chloride whenever it was added it completely inhibited the degradation of the enzyme.
So even though these results were not expected, I was very much impressed because why would you need energy
for the degradation of proteins, it was known energy is needed for the synthesis of peptide bonds,
not for the cleavage of peptide bonds.
So I saw that this tells us that there is some kind of a novel system that we don't know about,
which uses energy for the degradation of the intercellular proteins.
Possibly to attain the high selectivity or high specificity of protein degradation.
And the question was what is this process in which energy is involved in intercellular protein degradation.
So when I finish my postdoctoral work I continued to work on the mechanisms of intercellular protein degradation
for the following reasons.
As I said protein degradation was known to be important for the control of levels of cellular protein
so it was a basically important biological problem.
However the biochemical pathways were not known and the energy dependence of protein degradation
that I just mentioned suggested that there might be a novel biochemical mechanism
and very good reason for starting to work on it and it was that not too many were interested.
So I did not have to worry about competition.
And I return to Israel after my postdoctoral fellowship and assembled a research group and I continued to work on it
and I saw that the only way to find out how such a completely novel system works is by classical,
by the ways of classical biochemistry.
And the next slide shows how, what are the stages in the biochemical analysis of a complex system.
First one has to make a cell-free extract to analyse the system, the test really produces the process in the test tube.
So it's very easy to make a cell-free extract, just break the cells.
But it's not so easy to make them in an extract that you will completely reproduce the properties of the system
as we see it in the intact cell. In this case I looked for a self-resistant that degrades proteins independence of energy.
Once one has such a cell-free system one fractionates, we have to find out what are the components,
what are the enzyme components, usually these are different enzymes.
One has to purify each enzyme in order to learn how it works, to characterise it.
And then the final and ultimate thing in order to understand it by such a biochemical analysis
is to reconstitute the complete system by the addition of all isolated and purified components.
And if it works again then we really understand how it works.
So it's like trying to understand how a clock, a watch, a mechanical watch works.
You first have to open it carefully, you have to take out all the parts, the springs, the wheels, examine them,
put them back and if it works again then you really understood how the watch works.
So that's what I tried to do and at first we didn't have too much success to establish a cell-free extract
but our first progress in this direction was in 1978, a couple of years later when we fractionated lysate from reticulocytes.
Which as you can see the degradation of a protein was strongly stimulated by ATP.
So it was a system that reproduced energy dependent protein degradation in the test tube.
And the experiment was done by Aaron Ciechanover, who was then my graduate student and who you will hear later on.
So what he did was a very simple thing.
We took a lysate, fractionated it on an ion exchange column into 2 fractions, 2 group fractions.
Fraction 1 had all the proteins that do not bind to the ion exchange column, faction 2 are all the proteins
that bound to the ion exchange column and could be eluted by salt.
And as you can see in fraction 1 there was no protein degradation.
Fraction 2 there was some but most of the ATP stimulated protein degradation was lost.
We found however that when fraction 1 and fraction 2 were recombined we could completely regain ATP dependent protein degradation.
So we published this in biochemical, biophysical research communications, BBRC which is not a very prestigious journal, I guess.
But I am still very proud of this little paper because that was the first step.
It showed us that it is not just 1 ATP dynamic protease that we have here, the system that is composed of multiple components,
at least 2 components, now we know much more.
So as I said once you fractionate you have to purify and I decided to first purify the active component from fraction 1
because it looks simpler. Fraction 2 contains most of the non haemoglobin proteins of the reticulocyte.
So we purified the component in fraction 1 and it turned out to be a small protein,
here as you can see we are increasing amounts on a gel and it was quite pure.
The small protein, molecular weight of 8.5 kilo Delton
which we called at that time by the cumbersome name APF-1 or ATP dependent proteolytic factor number 1.
And it turned out to be later, after we found out its function similar to ubiquitin that was previously known.
It was called ubiquitin because it was found in all eukaryotic cells. But its function was actually not known previously.
So that is the active component in faction 1. So what does it do? We had some time to figure it out.
It didn't look like an enzyme, it was too small.
I thought maybe it is an activator of some proteolytic enzyme, ATP dependent proteolytic enzyme that is presenting in fraction 2.
Now activators usually bind to the proteins which they activate, so we tried to see where there is such a binding
and here we had a very great surprise, we found that it binds not non covalently but covalently and it binds
to a large number, not to one protein but to a large number of proteins in the fraction 2 from reticulocytes.
And that was the original experiment that we published in 1980.
Here is a very smeary looking gel, people usually like to see nice bands on gels
so I was once introduced as the person who used to go to meetings and show very smeary gels.
So this is the original smeary gel. The first one.
So what we did here was to incubate purified ubiquitin which I labelled with iodine.
We screwed fraction 2 from reticulocyte, incubated it without and with ATP and here we ran it on an SDS gel,
we tried different things including SDS gels. And as you can see following the incubation result ATP, it remained free, it went,
it migrated ahead in the gel but following incubation with ATP
it got ligated to a huge number of endogenous proteins in fraction 2.
And when we saw that we suddenly understood that it is not, it doesn't bind to one protein,
that it binds to many proteins covalently because these are resistant to bonding with SDS
and then we suddenly understood that maybe it binds to substrates because fraction 2 from reticulocytes
contains not only the enzymes but also the endogenous substrates that are degraded by this system.
And to examine this hypothesis we added increasing amounts of a substrate, lysozyme
which is not a very physiological substrate, it is from hen eggs but it was a good model substrate for the system.
And as you can see the ubiquitin got ligated to lysozyme in several high molecular wave bands,
like here and the same bands were labelled when we inverted the pattern of the labelling.
We incubated labelled lysozyme with unlabelled ubiquitin in the presence or absence of ATP.
So when we saw that we had the idea that maybe this binding is the marking of the substrate for protein degradation
and the ATP dependent process is actually the binding of multiple molecules of ubiquitin to the substrate.
And by we I mean the people in my lab in Haifa, Aaron Ciechanover who was my graduate student there
and Irwin Rose in a cancer centre in Philadelphia with whom I spent a sabbatical year,
I already brought the system there and worked together with him and together we found
that this covalent ligation targets proteins for degradation.
And the original proposal is shown here in the upper part of this slide.
We proposed that the protein is linked to multiple ubiquitin molecules or APF-1 molecules as we called it at that time.
And then we proposed that there must be some kind of a protease that specifically recognises proteins ligated from ubiquitin
to multiple molecular self-ubiquitin.
And this protease then would cleave it to small peptides or amino acids and we also proposed that finally free ubiquitin
has to be recycled in order to be used again for protein degradation.
And we worked on this problem or on this pathway for the next 10 years, between 1980 and 1990
and the lower part of this slide shows what you can now read in text books,
so we found that proteins are ligated to ubiquitin not by one enzyme but by the consecutive action of 3 enzymes,
so ubiquitin activating enzyme, E1, ubiquitin carrier protein, E2 and ubiquitin protein ligases, E3.
And the heart of the system which gives the selectivity to protein degradation are specific recognition of specific proteins
by different E3 enzymes.
And now more than 600 different candidate E3 enzymes are known to be present in the human genome
and we need these large number of E3 enzymes to recognise different classes of proteins and to ligate ubiquitin to them.
And therefore target them for degradation.
And once a protein is tagged by these polyubiquitin chains it is recognised and degraded by large protease
with 26S proteasome, it's a protease complex which was discovered by other people.
And then the protein is degraded and ubiquitin is recycled as we suggested in the initial marking hypothesis.
So now we got to 1990 in our story. By which time I saw that, until now I worked with model systems,
so the time has come to find out how physiologically important intercellular protein is degraded by the ubiquitin system.
And that's how I became interested in the roles of ubiquitin mediated protein degradation and the control of cell cycle
when I saw the discovery of Tim Hunt of cyclin, cyclin B as a molecule that is degraded at the end of each mitosis.
And this is from a review in that time, so cyclin B as you all know is an activating or regulatory subunit
of a protein kinase, cyclin dependent kinase 1.
And the level in the early embryonic cell cycle, the level of CDK 1 is constant but the level of cyclin B oscillates,
cyclin B accumulates in the interface and then it binds to CDK 1
and makes the active protein kinase MPF or m-phase promoting factor.
Which is a kind of a master regulator of mitosis, it promotes entry into mitosis by phosphorylation of different key proteins.
And then to get out of mitosis the kinase has to be inactivated and inactivation is carried out by the sudden degradation
of cyclin B at the end of mitosis. So I thought that is a fascinating problem.
Why is cyclin B, is cyclin B degraded by the ubiquitin system, why is cyclin B stable in the interface
and degraded at the end of mitosis. So again my approach was by biochemistry so I needed to have a cell-free extract.
I couldn't continue to use reticulocyte lysate system because it has no cell cycles, it's a terminally differentiating cell.
So I looked for a cell-free system and that's how I got involved in marine biology.
And in that creature, this is a big clam, the surf clam which is used in the east coast of the United States,
mostly to make clam chowder. But it is also used for more scientific purposes, at the marine biological laboratory in Woods Hole
because it produces a huge number, the female clam produces 100's of millions of eggs
which can be fertilised under controlled conditions in the laboratory.
And then all these millions of eggs begin to divide in high synchrony.
And one can make extracts from these fertilised oocytes and when these extracts are incubated
in the presence of ATP cell cycle continues in the test tube.
So we had a good cell-free system to study how cyclin is degraded, is it degraded the ubiquitin system and how in the cleave.
So how is it degraded and we found that it was degraded by the ubiquitin system and there is a specific ubiquitin ligase,
a large complex that we call the cyclosome. That it contains selective ubiquitin ligase activity, we published it in 1995.
And it targets cyclin for destruction at the end of mitosis. So how does it work? I show you a scheme from that time.
We found that this cyclosome which was called by others the anaphase promoting complex or APC
and now it is known by these 2 names, the anaphase promoting, ATC/C, anaphase promoting complex or cyclosome.
It is inactive in the interface, becomes active in mitosis. In activation is initiated by phosphorylation.
By its own substrate, by the CDK-1 cyclin B. So the kinase activates the ubiquitin ligase.
And then the ubiquitin ligase destroys cyclin B by ubiquitinating it and converts the kinase to the inactive form.
So the basic idea here is the inter-relationship between protein degradation and protein phosphorylation in cell cycle control.
The kinase activates the ubiquitin ligase and then the ubiquitin ligase inactivates the kinase.
So we have these inter-relationships between protein phosphorylation and protein degradation in many ways.
Here is one example.
Now that was the early experiment, later on it was found that APC/C is present in all eukaryotes from yeast to man,
it has many more subunits and it degrades not only in mitotic cyclins but also in important other substrates.
But I won't have time to show it to you.
I worked on other problems in the role of the ubiquitin system in cell cycle control also, I am running out of time.
But I would like to mention that all this work, that at first didn't receive too much attention,
gradually people bumped into it and found that ubiquitin system has many important,
basically important roles in cellular degradation. That is now the work of many, many laboratories.
It has many other important roles in the control of cell division, certain types of signal transaction
and certain types of gene expression, gene silencing if you wish.
Responses to inflammation, immunity, apoptosis, circadian clocks. So all these are by regulated degradation of regulators.
So either a positively active or a negatively active regulated is degraded at the right time
and thereby protein destruction is, now recognises being almost as important as protein synthesis in cell regulation.
And of course protein degradation has important roles in protein quality control, mechanisms in removal of abnormal proteins
as I already mentioned. Now since ubiquitin mediated degradation has so many important roles in cell regulation
it is not surprising
that it is also involved in diseases, and several diseases are known to be caused by abnormalities
in ubiquitin mediated protein degradation.
Out of these I mention only 1, cancer, so cancer as you know is due to uncontrolled cell division
and that can be promoted either by increasing the levels of oncoproteins
that stimulate cell division or by the decrease of levels of 2 more suppressor proteins that are restraining cell division.
Now what is important is that many oncoprotein and many tumour suppressor proteins
are in a state of rapid degradation so cancer can be caused either by the lack of the degradation
or by the decreased degradation of an oncoprotein or by the too rapid degradation of the tumour suppressor protein.
And now there are many, many cases in the examples which we know of in which human cancers are caused
or at least contributed to by these changes in the ubiquitin mediated degradation of oncogenes or tumour suppressors.
Now this is an important, informations are important because now we can think of ways to intervene
and there is already one drug on the market and I guess you will hear more about it from Aaron Ciechanover later on.
It is a proteosome inhibitor, Velcade that is now used for the treatment of bad cancer, bone marrow cancer.
Now a proteosome inhibitor is not really a specific inhibitor because it inhibits degradation of all proteins
but myeloma cells were found to be especially sensitive to partial inhibition of the proteosome.
Evidently because they are making a lot of proteins, abnormal proteins, the proteosome is over run
and therefore a partial inhibition will send them into apoptosis and indeed Velcade
together with some other innovations in the treatment of multiple myeloma completely changed the treatment
of multiple myeloma in the last decade.
So as you see we have come a long way since the humble beginnings of the discovery of the ubiquitin system
by fractionation of reticulocyte ligase and we can learn something from this story.
And I try to summarise the lessons from my science, my life in science thus far, thus far, I am not finished yet,
for the young audience. Lesson number 1 is that it is very important to have good mentors.
You cannot learn how to do good science just from reading literature.
Of course you should read all the literature but it is great to have good mentors,
you get a good start in your scientific education.
And I was very fortunate to have very good mentors, my first mentor for my PhD thesis at the Hebrew University
was Jacob Mager who was a man of immense knowledge, he knew almost everything in biomedical sciences.
He was also a very rigorous experimentalist. Every experiment had to do on the duplicate.
Every experiment had to be done with all the possible controls. Had to be examined and re-examined again.
So I owe a lot to Jacob Mager for a strong background of rigorous biochemistry.
And then I went on to do my post-doctorate with Gordon Tomkins, that was Gordon and he was quite different from Mager.
Gordon didn't care too much about experimental detail or controls, but he had a lot of ideas,
he had a lot of inspiration and was full of ideas, bursting with ideas.
So he was really a source of inspiration to, not only to postdoctoral fellows but to many of his colleagues.
Now you heard about the inspiration in this symposium, so inspiration is very important.
But in science it is also important to check yourself, your ideas, not to be carried away with your ideas.
To have very good ideas, new ideas but then to check whether your ideas are indeed correct.
So I think that this combination of the 2 mentors that I had, Mager with solid background
and Gordon with his inspirational approach to science was a very good combination that influenced the rest of my scientific life.
Now I am coming back to this slide, so after you have mentors you have to find a good subject.
So this is number 2, so find an important subject that is not interesting to others,
otherwise the big guys will get there before you. So you don't want that.
Do not go with the mainstream, the mainstream is the things that are done now and the big guys will do it before you,
try to find something that is unique but you believe that is important.
So as you heard I bumped into this program of protein degradation and I realised that it's important.
Now lesson number 3 you already heard that accidental observation, the importance of accidental observations.
Now don't go after ever accidental observation but some of the great discoveries are made by accidental observation.
And that was also the case in my case, you know that that experiment on the effect of inhibitors of energy production
was done for other reasons, I thought that it would stimulate the degradation, actually it inhibited it.
But once you find that and you realise that it's important, grab your luck, don't let it go.
Lesson number 4, use whatever experimental approach is needed for your objective.
And it doesn't have to be the most fashionable, you know we have fashions in science
and you like to use state-of-the-art technology, which is great but you don't always need it.
You use whatever technology is needed for your research.
So much of my work was done at the times of the great revolution of molecular biology,
of the powerful methods of molecular biology that were used in biology, that was in the '80's.
But I saw that in order to find out how this system works I need old fashioned biochemistry so I did old fashioned biochemistry
at the times of molecular biology and I don't think that the ubiquitin system could have been found out
how it works by any other way.
So use whatever approach is needed and I recommend biochemistry in addition to molecular genetics of course.
Now lesson number 5, which when I look back to my life in science, I think it should be a curiosity driven adventure.
Now we have a lot of chores in science, we have to publish papers, if you don't publish papers you don't survive,
you won't get grants, you won't get positions.
So you have to publish papers, you have to write research grants.
But these are chores, that is not the main thing, you should not just collect data in order to publish paper to find a job
or to get a grant. Do that too because otherwise you won't survive but you do discoveries by curiosity.
That is you do things, you have to get excited by what you are doing.
Do the things that excite you, don't only do things that you think that will be good for your career,
you can do that too but do curiosity.
You should have a lot of fun, I really had a lot of fun and continue to have a lot of fun in science.
And that is a way to make discoveries.
Now one, the last, number 6 is maybe peculiar to me but I recommend never to leave bench work until today,
I am doing bench work often on a daily basis and I find that it is very, it's a lot of fun but also very important for creativity.
When I do an experiment by my own hands I am very excited until I know the results.
And when the results is not what I expected I get even more excited.
So if you want to continue to have fun and maybe discoveries, continue to do bench work.
But of course you cannot do all by yourself, you need the help of students, devoted staff and collaborators,
I was very, very fortunate to have very devoted staff that helped me for many years, including my wife,
Judy Hershko and more than 30 graduate students including Aaron Ciechanover
who worked with me at the exciting times of the discovery of the ubiquitin system.
And had an important role in the discovery. Among my collaborators I was fortunate to have several and mainly Irwin Rose
who helped me in that understanding of the chemical nature of the bonding of ubiquitin.
And here is a picture that I like to show, that was taken at Fox Chase Cancer Center in Philadelphia,
right after our discovery of the covalent ligation.
So when we went there, by we I mean people from the laboratory in Haifa, we already knew that we had isolated ubiquitin
and we knew that it is bound to proteins but the understanding that it was an amide bond
by which it linked to the substrate was done together with Irwin Rose, if I can get the pointer I will show him to you.
So this was Irwin Rose. This was Aaron Ciechanover when he was young, that was me when I was young,
it's nice to look at these pictures when you are young.
It reminds me of these exciting times that we had in the discovery of the ubiquitin system.
Thank you very much for your attention.
Vielen Dank für die freundliche Einführung.
Ich freue mich sehr hier zu sein, denn ich genieße den Kontakt mit den Studenten immer außerordentlich
und lerne zudem viel – eine tolle Veranstaltung.
Ich möchte mit einer kleinen historischen Einführung in die Hintergründe der Entdeckung des Ubiquitin-Systems beginnen,
da es meiner Ansicht nach für Studenten der ersten Semester vielleicht aufschlussreich ist zu erfahren,
wie es zu solch einer Entdeckung kommt.
Ich interessiere mich bereits seit langer Zeit – fast 40 Jahre – für das Problem, wie Proteine in Zellen abgebaut werden.
Als ich mit meiner Arbeit begann, war dieses Thema nur für sehr wenige Leute von Interesse,
auch wenn damals 1970 bereits klar war, dass der interzelluläre Proteinabbau
ein zellulärer Prozess von grundlegender Bedeutung ist.
Auf der ersten Folie sehen Sie unseren damaligen Kenntnisstand.
Man wusste, dass fehlerhafte Proteine, wie sie durch Mutationen oder Beschädigungen entstehen,
rasch aus den Zellen entfernt werden.
Ihre Beseitigung ist wichtig, damit sie kein Hindernis darstellen.
Damals war jedoch bereits klar, dass der interzelluläre Proteinabbau nicht nur ein Abfallentsorgungssystem
zur Beseitigung schlechter Proteine ist, sondern auch Auswirkungen auf normale Proteine hat,
die bekanntermaßen ganz unterschiedlich schnell selektiv abgebaut werden.
Es ist bekannt, dass beispielsweise in der Leber Proteine mit einer Halbwertszeit
im Bereich von mehreren Minuten bis vielen Tagen abgebaut werden; diese Halbwertszeit ist dabei protein-spezifisch.
Regulatorische Proteine werden bekanntermaßen für gewöhnlich sehr rasch umgesetzt, wohingegen Haushaltsproteine stabiler sind.
Man wusste damals auch bereits, dass sich die Konzentrationen spezifischer Proteine in tierischen Zellen
nicht nur durch Änderung der Syntheserate, sondern auch durch Änderung der Abbaugeschwindigkeit modulieren lassen.
Man hatte erkannte, dass der Proteinabbau möglicherweise eine wichtige Rolle bei zellulären Abbauprozessen spielt.
Wie dieser hochselektive Proteinabbau jedoch erfolgt, war nicht bekannt.
Das war also der Kenntnisstand zu dem Zeitpunkt, als ich im Labor von Gordon Tomkins an der University of California
mit meiner Postdoc-Tätigkeit begann.
Damals interessierte sich Gordon dafür, wie Steroidhormone die verstärkte Synthese bestimmter Enzyme auslösen.
Er arbeitete an einem Enzym namens Tyrosinaminotransferase.
Bei meiner Ankunft sah ich, dass es sich um ein sehr großes Labor mit mehr als 10 Postdocs handelte,
die alle an unterschiedlichen Aspekten der Regulation dieser Enzymsynthese arbeiteten.
Meiner Ansicht nach waren das zu viele Leute und ich fragte Gordon, ob er mir nicht ein anderes Thema geben könnte.
Er schlug vor, ich solle den Abbau dieses Enzyms untersuchen, der vielleicht auch bei seiner Regulierung eine Rolle spielt.
So kam es, dass ich mich für den Proteinabbau zu interessierten begann, ein Thema, an dem ich seitdem arbeite.
Die nächste Folie zeigt eines der ersten Experimente, die ich im Labor von Gordon Tomkins durchgeführt habe.
Ich stellte, mehr oder weniger durch Zufall, wie ich zugeben muss, fest,
dass der Abbau dieses Enzyms durch Inhibitoren verschiedener Energieproduktionsprozesse wie z.B.
Kaliumchlorid inhibiert wird.
Die Messung des Enzymabbaus war ganz leicht:
Die Zugabe eines Steroidhormons bewirkte einen starken Konzentrationsanstieg;
durch Auswaschen des Hormons kam die verstärkte Synthese zum Stillstand und der Abbau wurde sichtbar.
Wie Sie sehen können, erfolgte der Abbau ziemlich rasch mit einer Halbwertszeit von etwa 2 bis 3 Stunden.
Wann immer man Kaliumchlorid zusetzte, wurde der Enzymabbau vollständig inhibiert.
Obwohl wir diese Ergebnisse nicht erwartet hatten, war ich sehr beeindruckt.
Warum ist für den Proteinabbau Energie erforderlich?
Man wusste, dass für die Synthese von Peptidbindungen Energie benötigt wird, nicht aber für deren Spaltung.
Mir wurde klar, dass wir es mit einer Art neuartigem System zu tun hatten,
das wir noch nicht kennen und das beim Abbau von interzellulären Proteinen Energie verbraucht,
möglicherweise um die für den Proteinabbau notwendige hohe Selektivität bzw.
Spezifität zu erzielen.
Die Frage war, was ist das für ein Prozess, bei dem für den interzellulären Proteinabbau Energie benötigt wird.
Im Anschluss an meine Tätigkeit als Postdoc setzte ich meine Arbeit
bezüglich der Mechanismen des interzellulären Proteinabbaus fort, da, wie ich bereits sagte, bekannt war,
dass der Proteinabbau für die Steuerung der Konzentration der Zellproteine wichtig ist
und es damit um ein biologisches Problem von grundlegender Bedeutung ging.
Die biochemischen Pfade waren allerdings nicht bekannt und die Energieabhängigkeit des Proteinabbaus,
die ich eben erwähnt habe, deutete darauf hin, dass es sich um einen neuartigen biochemischen Mechanismus handelt,
was ein sehr guter Grund war, sich damit zu beschäftigen.
Schließlich interessierten sich nicht allzu viele Leute dafür, so dass ich keine Konkurrenz zu befürchten hatte.
Als ich nach meiner Postdoc-Zeit nach Israel zurückkehrte, stellte ich eine Forschungsgruppe zusammen
und beschäftigte mich weiterhin mit diesem Thema.
Mir wurde klar, dass die einzige Möglichkeit herauszufinden,
wie ein solch vollkommen neuartiges System funktioniert, die klassische Biochemie ist.
Die nächste Folie stellt die Stadien der biochemischen Analyse eines komplexen Systems dar.
Um das System zu analysieren, muss man zunächst einen zellfreien Extrakt herstellen,
der den Prozess im Reagenzglas originalgetreu reproduziert.
Die Herstellung eines zellfreien Extraktes ist ganz simpel, die Zellen werden einfach aufgebrochen.
Einen Extrakt herzustellen, der die Eigenschaften eines Systems vollständig reproduziert,
so wie wir es in der intakten Zelle sehen, ist allerdings nicht ganz so einfach.
In diesem Fall suchte ich nach einem zellfreien System, das Proteine energieabhängig abbaut.
Nach Erzeugung eines solchen zellfreien Systems müssen mittels Fraktionierung die Enzymkomponenten ermittelt werden;
für gewöhnlich sind es verschiedene Enzyme.
Um ihre Funktionsweise zu ermitteln und sie zu charakterisieren, müssen alle Enzyme gereinigt werden.
Schließlich muss bei einer solchen biochemischen Analyse das ganze System durch erneute Zugabe aller isolierten und gereinigten Komponenten rekonstituiert werden.
Funktioniert es danach wieder, haben wir seine Funktionsweise wirklich verstanden.
Das ist, als ob man den Mechanismus einer Uhr, einer mechanischen Armbanduhr zu verstehen versucht.
Zunächst muss man sie vorsichtig öffnen, dann nimmt man alle Teile, die Federn, die Rädchen heraus und untersucht sie.
Dann baut man sie wieder ein, und wenn die Uhr danach wieder läuft, hat man verstanden, wie sie funktioniert.
Genau das habe ich versucht zu machen.
Zuerst waren wir bei der Herstellung eines zellfreien Extraktes nicht allzu erfolgreich.
Erste Fortschritte in diese Richtung erzielten wir einige Jahre später, 1978, als wir Lysat aus Retikulozyten fraktionierten.
Wie Sie sehen können, wird der Proteinabbau stark durch ATP stimuliert.
Es handelte sich also um ein System, das den energieabhängigen Proteinabbau im Reagenzglas reproduzierte.
Das Experiment wurde von Aaron Ciechanover durchgeführt, meinem damaligen Doktoranden,
dessen Vortrag Sie später noch hören werden.
Er tat etwas ganz Einfaches.
Er fraktionierte ein Lysat auf einer Ionentauschersäule in zwei Fraktionen.
In Fraktion 1 befanden sich alle Proteine, die sich nicht an die Ionentauschersäule binden,
in Fraktion 2 alle Proteine, die sich daran binden und mit Salz eluiert werden können.
Wie Sie sehen können, fand in Fraktion 1 kein Proteinabbau statt.
In Fraktion 2 erfolgte ein gewisser Abbau, doch der Großteil des ATP-stimulierten Proteinabbaus ging verloren.
Wir stellten jedoch fest, dass wir bei erneuter Kombination von Fraktion 1
und Fraktion 2 den ATP-abhängigen Proteinabbau wieder vollständig herstellen konnten.
Wir publizierten dieses Ergebnis in der Fachzeitschrift BBRC (Biochemical Biophysical Research Communications),
einem zugegebenermaßen nicht sonderlich renommierten Journal.
Trotzdem bin ich immer noch sehr stolz auf dieses kleine Paper, denn das war der erste Schritt, der zeigte,
dass das System nicht nur aus dieser einen ATP-dynamischen Protease hier besteht,
sondern aus mindestens zwei Komponenten; heute kennen wir noch weitaus mehr.
Wie ich bereits erwähnte, muss eine Fraktionierung und Reinigung erfolgen,
und ich entschloss mich zunächst die aktive Komponente aus Fraktion 1 zu reinigen, da dies einfacher erschien.
Fraktion 2 enthält den Großteil der Nichthämoglobin-Proteine der Retikulozyten.
Wir reinigten also die Komponente aus Fraktion 1 und sie erwies sich als kleines Protein.
Hier haben wir, wie Sie sehen, eine größere Menge auf einem Gel, relativ rein.
Wir verliehen dem kleinen Protein mit einem Molekulargewicht von 8,5 kDa
damals die etwas sperrige Bezeichnung ATP-abhängiger Proteolysefaktor Nummer 1 (APF-1).
Später, nachdem wir seine Funktion ermittelt hatten, stellte sich heraus, dass es dem bereits bekannten Ubiquitin entsprach,
welches seinen Namen aufgrund seines Vorliegens in allen eukaryontischen Zellen erhalten hatte.
Seine Funktion war jedoch bis zu diesem Zeitpunkt unbekannt gewesen.
Das ist also die aktive Komponente in Fraktion 1.
Was tut sie?
Wir brauchten eine Weile, um das herauszufinden.
Sie sah nicht aus wie ein Enzym, dafür war sie zu klein.
Ich dachte, dass sie möglicherweise ein Aktivator eines ATP-abhängigen Proteolyseenzyms, wie es in Fraktion 2 vorliegt, ist.
Da sich Aktivatoren für gewöhnlich an die Proteine, die sie aktivieren, binden,
versuchten wir die Lokalisation einer solchen Bindungsstelle zu ermitteln.
Dabei fanden wir zu unserer allergrößten Überraschung heraus, dass die Bindung kovalent und keineswegs nicht-kovalent ist
und sich die Komponente nicht nur an ein Protein in Fraktion 2 der Retikulozyten bindet, sondern an viele.
Das war das Originalexperiment, das wir 1980 veröffentlichten.
Hier haben wir ein sehr schmierig aussehendes Gel.
Die Leute sehen gerne schöne Banden in Gelen, weswegen ich einmal als die Person vorgestellt wurde,
die auf Veranstaltungen stets äußerst schmierige Gele herzeigt.
Das ist also das schmierige Gel im Original.
Das erste.
Wir inkubierten also gereinigtes und mit Jod markiertes Ubiquitin, mischten es mit Fraktion 2 der Retikulozyten,
inkubierten es mit und ohne ATP und ließen es auf einem SDS-Gel laufen;
wir probierten verschiedene Sachen aus, unter anderem SDS-Gele.
Wie aus den Inkubationsergebnissen ersichtlich bewegte sich das Ubiquitin ohne ATP frei und wanderte in dem Gel weiter;
nach der Inkubation mit ATP band es sich an eine enorme Anzahl endogener Proteine in Fraktion 2.
Als wir das sahen, wurde uns plötzlich klar, dass sich Ubiquitin nicht an ein, sondern kovalent an viele Proteine bindet,
da diese keine Bindung mit dem SDS eingehen, und dass es sich möglicherweise auch an Substrate bindet,
da Fraktion 2 der Retikulozyten nicht nur die Enzyme enthält,
sondern auch die endogenen Substrate, die von diesem System abgebaut werden.
Um diese Hypothese zu überprüfen, setzten wir zunehmende Mengen eines Substrats namens Lysozym zu.
Das aus Hühnereiern stammende Substrat ist nur gering physiologisch, eignete sich aber als Modellsubstrat für das System.
Wie Sie sehen, erfolgte eine Ligation zwischen Ubiquitin und Lysozym in verschiedenen hochmolekularen Wellenbändern wie hier.
Dieselben Bänder wurden bei Umkehr des Markierungsmusters markiert.
Wir inkubierten markiertes Lysozym mit unmarkiertem Ubiquitin in Gegenwart oder Abwesenheit von ATP.
Als wir das sahen, hatten wir die Idee, dass diese Bindung möglicherweise die Markierung des Substrats
für den Proteinabbau darstellt und der ATP-abhängige Prozess
eigentlich der Bindung mehrerer Ubiquitin-Moleküle an das Substrat entspricht.
Mit „wir“ meine ich die Leute in meinem Labor in Haifa, Aaron Ciechanover, meinen Doktoranden, und Irwin Rose,
der in einem Krebszentrum in Philadelphia forschte und bei dem ich ein Sabbatjahr verbracht habe.
Ich hatte das System mitgebracht und arbeitete gemeinsam mit ihm daran; wir fanden heraus,
dass das Ziel dieser kovalenten Ligation abzubauende Proteine sind.
Die Originalhypothese ist hier im oberen Teil dieser Folie dargestellt.
Wir stellten die Hypothese auf, dass das Protein mit mehreren Ubiquitin-Molekülen bzw.
APF-1-Molekülen, wie wir sie damals nannten, ligiert ist und es eine Art Protease geben müsste,
die an mehrere zellfreie Ubiquitin-Moleküle gebundene Proteine spezifisch erkennen würde.
Diese Protease würde das Protein dann in kleine Peptide oder Aminosäuren spalten.
Wir stellten außerdem die Hypothese auf, dass ungebundenes Ubiquitin schließlich wiederverwertet werden muss,
damit es erneut für den Proteinabbau zur Verfügung steht.
Basierend auf diesem Ansatz setzten wir unsere Arbeit an dem Thema die nächsten zehn Jahre zwischen 1980 und 1990 fort.
Im unteren Abschnitt der Folie sehen Sie, was heute in den Lehrbüchern steht.
Wir stellten z.B. fest, dass sich Proteine nicht mittels eines Enzyms an Ubiquitin binden,
sondern durch die aufeinander folgende Wirkung von drei Enzymen, nämlich dem Ubiquitin-aktivierenden Enzym E1,
dem Ubiquitin-Trägerprotein E2 und den Ubiquitin-Proteinligasen E3.
Das Herz des Systems, das dem Proteinabbau seine Selektivität verleiht,
ist die spezifische Erkennung bestimmter Proteine durch verschiedene E3-Enzyme.
Man weiß heute, dass das menschliche Genom mehr als 600 verschiedene E3-Enzym-Kandidaten enthält
und wir diese große Anzahl von E3-Enzymen benötigen, um unterschiedliche Proteinklassen zu erkennen,
sie an Ubiquitin zu binden und so einen gezielten Abbau zu ermöglichen.
Sobald ein Protein von diesen Polyubiquitin-Ketten markiert worden ist, wird es von einer großen Protease –
Nach dem Abbau des Proteins wird das Ubiquitin,
wie von uns in der ursprünglichen Markierungshypothese angenommen, wiederverwertet.
Inzwischen haben wir mit unserer Geschichte das Jahr 1990 erreicht.
Damals erkannte ich, dass nach der Arbeit mit Modellsystemen die Zeit gekommen war herauszufinden,
wie physiologisch bedeutende interzelluläre Proteine vom Ubiquitin-System abgebaut werden.
Ich begann mich für die Rolle des Ubiquitin-vermittelten Proteinabbaus und die Steuerung des Zellzyklus zu interessieren,
als ich von Tim Hunts Entdeckung hörte; er hatte herausgefunden, dass das Molekül Cyklin B am Ende jeder Mitose abgebaut wird.
Das stammt aus einem Review von damals.
Cyklin B, wie Sie alle wissen, ist eine aktivierende bzw.
regulierende Untereinheit der Proteinkinase CDK 1 (cyclin B-dependent kinase 1).
Der CDK 1-Spiegel im Zellzyklus des frühen Embryos ist konstant, der Spiegel von Cyklin B dagegen oszilliert.
Cyklin B reichert sich in der Interphase an und bindet sich anschließend an CDK 1,
so dass die aktive Proteinkinase MPF (m-phase promoting factor) entsteht,
bei der es sich um einen Hauptregulator der Mitose handelt,
die den Eintritt in die Mitose durch Phosphorylierung verschiedener Schlüsselproteine begünstigt.
Für eine Beendigung der Mitose muss die Kinase deaktiviert werden;
dies erfolgt durch den unvermittelten Abbau von Cyklin B am Ende der Mitose.
Ich hielt dies für ein faszinierendes Problem.
Wird Cyklin B durch das Ubiquitin-System abgebaut?
Warum ist Cyklin B in der Interphase stabil und wird am Ende der Mitose abgebaut?
Da mein Ansatz erneut biochemischer Natur war, benötigte ich einen zellfreien Extrakt.
Ich konnte nicht wieder mit einem Retikulozyten-Lysat-System arbeiten, da dort keine Zellzyklen ablaufen;
die Zellen sind endgültig ausdifferenziert.
Ich suchte also nach einem zellfreien System und kam so zur Meeresbiologie.
Dieses Wesen hier ist eine große Trogmuschel,
aus der man an der Ostküste der Vereinigten Staaten meistens sämige Muschelsuppe macht.
Im meeresbiologischen Labor in Woods Hole diente sie allerdings wissenschaftlicheren Zwecken,
da das Weibchen die riesige Anzahl von Hunderten von Millionen Eiern produziert,
die unter kontrollierten Bedingungen im Labor befruchtet werden können.
Dann beginnen sich all diese Millionen von Eiern praktisch gleichzeitig zu teilen.
Aus diesen befruchteten Eizellen lassen sich Extrakte herstellen.
Werden diese Extrakte dann in Gegenwart von ATP inkubiert, setzt sich der Zellzyklus im Reagenzglas fort.
Wir verfügten also über ein gutes zellfreies System, um zu untersuchen,
wie Cyklin abgebaut wird, ob es vom Ubiquitin-System abgebaut wird....
Wir stellten fest, dass es durch das Ubiquitin-System abgebaut wird und eine spezielle Ubiquitin-Ligase existiert,
ein großer Komplex, den wir als Zyklosom bezeichnen.
Er enthält eine selektive Ubiquitin-Ligase-Aktivität, die auf den Cyclinabbau am Ende der Mitose zielt;
wir haben das 1995 publiziert.
Wie aber funktioniert der Abbau?
Ich zeige Ihnen eine schematische Darstellung von damals.
Wir entdeckten, dass dieses Zyklosom, das von anderen als APC (anaphase promoting complex) bezeichnet wurde
und heute unter beiden Namen (APC/C) bekannt ist, in der Interphase inaktiv ist, in der Mitose aber aktiviert wird.
Die Aktivierung erfolgt mittels Phosphorylierung durch das eigene Substrat, CDK 1/Cyklin B.
Die Kinase aktiviert also die Ubiquitin-Ligase, die wiederum im Anschluss Cyklin B durch Ubiquitinierung zerstört
und die Kinase in die inaktive Form umwandelt.
Die grundlegende Idee ist hier die Wechselbeziehung zwischen Proteinabbau und Proteinphosphorylierung
bei der Steuerung des Zellzyklus.
Die Kinase aktiviert die Ubiquitin-Ligase, woraufhin diese die Kinase deaktiviert.
Diese Wechselbeziehungen zwischen Proteinphosphorylierung und Proteinabbau finden sich also in verschiedener Hinsicht.
Das hier ist nur ein Beispiel.
Das war das frühe Experiment; später stellte sich heraus, das APC/C in allen Eukaryonten vom Hefepilz bis zum Menschen existiert,
es zahlreiche weitere Untereinheiten gibt und der Abbau nicht nur in mitotischen Cyclinen,
sondern auch in anderen wichtigen Substraten erfolgt.
Leider habe ich keine Zeit, Ihnen das zu zeigen.
Ich habe mich auch mit anderen Problemen bezüglich der Rolle des Ubiquitin-Systems bei der Steuerung des Zellzyklus beschäftigt,
aber mir läuft leider die Zeit davon.
Ich möchte aber noch erwähnen, dass dieser Arbeit zunächst nicht allzu viel Aufmerksamkeit zuteil wurde.
Erst allmählich stießen die Leute durch Zufall darauf und stellten fest,
dass das Ubiquitin-System viele äußerst wichtige Funktionen beim Zellabbau hat.
Das ist heute das Werk einer Vielzahl von Laboren.
Das Ubiquitin-System spielt in vieler Hinsicht eine wichtige Rolle:
bei der Steuerung der Zellteilung, bei bestimmten Arten der Signaltransduktion und Genexpression – Genstilllegung,
wenn Sie so wollen – bei Entzündungsreaktionen, Immunität, Apoptose, zirkadianen Uhren.
Sie alle werden durch den Abbau von Regulatoren gesteuert;
dabei wird entweder ein positiv aktiver oder ein negativ aktiver Regulator abgebaut.
Der Proteinabbau gilt daher heute als fast ebenso bedeutsam bei der Zellregulation wie die Proteinsynthese.
Außerdem spielt der Proteinabbau, wie ich bereits erwähnte, natürlich auch bei der Proteinqualitätskontrolle –
Mechanismen zur Eliminierung fehlerhafter Proteine – eine wichtige Rolle.
Da der Ubiquitin-vermittelte Abbau bei der Zellregulation in so vieler Hinsicht von großer Bedeutung ist,
ist es nicht überraschend, dass er auch an Krankheiten beteiligt ist.
Einige Krankheiten werden bekanntermaßen durch Unregelmäßigkeiten beim Ubiquitin-vermittelten Proteinabbau hervorgerufen.
In diesem Zusammenhang möchte ich nur eine Krankheit erwähnen, Krebs.
Krebs entsteht, wie Sie wissen, durch unkontrollierte Zellteilung,
die entweder durch einen Anstieg der Konzentration der Onkoproteine, die die Zellteilung stimulieren,
oder durch eine Senkung des Spiegels von zwei oder mehr Suppressorproteinen,
die die Zellteilung unterdrücken, begünstigt werden kann.
Entscheidend ist, dass sich viele Onkoproteine und Tumorsuppressorproteine in einem Zustand des raschen Abbaus befinden,
so dass der Krebs entweder durch den fehlenden oder reduzierten Abbau eines Onkoproteins
oder durch einen zu raschen Abbau des Tumorsuppressorproteins hervorgerufen werden kann.
Es gibt zahlreiche Fällen, bei denen diese Veränderungen des Ubiquitin-vermittelten Abbaus von Onkogenen
oder Tumorsuppressoren erwiesenermaßen Krebs beim Menschen verursachen oder ihn zumindest mit auslösen.
Diese Informationen sind von Bedeutung, denn jetzt können wir Möglichkeiten des Eingreifens erwägen.
Ein Medikament ist bereits zugelassen; ich denke, Sie werden später von Aaron Ciechanover noch etwas darüber hören.
Es handelt sich dabei um den Proteosom-Inhibitor Velcade, der heute zur Behandlung von Knochenmarkkrebs eingesetzt wird.
Ein Proteosom-Inhibitor ist nicht gerade ein spezifischer Inhibitor, hemmt er doch den Abbau aller Proteine.
Myelomzellen erwiesen sich jedoch als besonders empfindlich gegenüber der teilweisen Proteosom-Inhibition.
Da sie naturgemäß viele fehlerhafte Proteine herstellen, wird das Proteosom überflutet,
so dass eine teilweise Inhibition zur Apoptose führt.
Tatsächlich hat Velcade gemeinsam mit einigen anderen Innovationen bei der Therapie des Multiplen Myeloms
die Behandlung dieser Krebsart in den letzten 10 Jahr völlig umgekrempelt.
Wie Sie sehen, war es ein langer Weg von den bescheidenen Anfängen – der Entdeckung des Ubiquitin-Systems
durch Fraktionierung von Retikulozyten-Ligase – bis heute, und wir können daraus etwas lernen.
Ich werde versuchen, für das junge Publikum die Lehren aus meinem bisherigen wissenschaftlichen Leben zusammenzufassen.
Lektion Nummer 1 ist, dass es sehr wichtig ist gute Mentoren zu haben.
Wie man gute Wissenschaft betreibt, lernt man nicht, indem man Literatur liest.
Natürlich sollten Sie auch die Literatur lesen, aber es ist toll, wenn man einen guten Ziehvater hat,
das ist ein guter Start in Ihre wissenschaftliche Ausbildung.
Ich hatte das große Glück, dass ich sehr gute Mentoren hatte.
Mein erster Ziehvater für meine Doktorarbeit an der Hebrew University war Jacob Mager, ein Mann mit immensem Wissen,
er wusste praktisch alles über Biomedizin.
Außerdem war er ein absolut gründlicher Experimentator.
Jedes Experiment musste zweimal durchgeführt werden, mit allen nur möglichen Kontrollen.
Die Dinge mussten untersucht und nochmals untersucht werden.
Meine äußerst soliden Grundlagen bezüglich peinlich genauer Biochemie verdanke ich also Jacob Mager.
Meine Postdoc-Zeit verbrachte ich bei Gordon Tomkins.
Das ist Gordon, er war ganz anders als Mager.
Gordon interessierte sich nicht sonderlich für experimentelle Details oder Kontrollen,
aber er hatte viele Geistesblitze und sprudelte nur so über von Ideen.
Er war eine echte Quelle der Inspiration, nicht nur für die Postdocs, sondern auch für seine Kollegen.
Sie hören in diesem Symposium immer wieder das Wort Inspiration; Inspiration ist sehr wichtig.
In der Wissenschaft muss man sich und seine Ideen aber auch überprüfen und darf sich nicht von ihnen mitreißen lassen.
Wenn Sie neue, gute Ideen haben, kontrollieren Sie, ob sie wirklich stimmen.
Ich denke, die Kombination meiner beiden Ziehväter – Mager mit seinem soliden Hintergrund
und Gordon mit seiner inspirierenden Herangehensweise an die Wissenschaft –
war großartig und hat mein restliches wissenschaftliches Leben beeinflusst.
Jetzt komme ich wieder auf diese Folie zurück.
Nach den Mentoren müssen Sie ein gutes Thema finden.
Das ist Lektion 2:
Finden Sie ein bedeutsames Thema, für das sich andere nicht interessieren,
denn sonst kommen Ihnen die großen Jungs zuvor und das wollen Sie nicht.
Gehen Sie nicht mit dem Mainstream, der Mainstream ist das, was heute gemacht wird,
und die großen Jungs probieren es vor Ihnen aus.
Versuchen Sie etwas zu finden, das einzigartig ist und das Sie für bedeutend halten.
Wie Sie gehört haben, bin ich durch Zufall an das Thema des Proteinabbaus geraten und habe realisiert, dass es wichtig ist.
Lektion Nummer 3.
Sie haben bereits von der Bedeutung von Zufallsbeobachtungen gehört.
Sie müssen nicht jeder Zufallsbeobachtung nachgehen, doch einige der großen Entdeckungen kamen auf diese Weise zustande.
Auch bei mir war das der Fall.
Das Experiment bezüglich der Wirkung von Inhibitoren auf die Energieproduktion wurde aus anderen Gründen durchgeführt;
ich dachte, es würde den Abbau stimulieren, de facto tat es das Gegenteil.
Sobald Sie etwas gefunden haben und Ihnen klar wird, dass es wichtig ist, packen Sie das Glück beim Schopf
und lassen Sie es nicht mehr los.
Lektion Nummer 4.
Wenden Sie für Ihr Ziel jede nur denkbare experimentelle Vorgehensweise an.
Sie muss nicht immer die modischste sein – Sie wissen, wir haben in der Wissenschaft Moden
und man möchte immer die allerneueste Technologie nutzen – modisch ist wunderbar, aber nicht immer notwendig.
Wenden Sie jede Technologie an, die Sie für Ihre Arbeit brauchen.
Ein Großteil meiner Arbeit habe ich in den Zeiten der großen Revolution der Molekularbiologie in den 80er Jahren
mit Hilfe der leistungsfähigen molekularbiologischen Methoden, die damals in der Biologie zur Anwendung kamen, durchgeführt.
Dennoch erkannte ich, dass ich die altmodische Biochemie brauche, um die Funktionsweise dieses Systems herauszufinden.
Also arbeitete ich in Zeiten der Molekularbiologie mit altmodischer Biochemie, und ich denke,
anders hätte man niemals herausgefunden, wie das Ubiquitin-System funktioniert.
Wenden Sie also jede notwendige Vorgehensweise an – ich empfehle Ihnen natürlich zusätzlich zur Molekulargenetik die Biochemie.
Nun Lektion Nummer 5.
In Rückschau auf mein bisheriges wissenschaftliches Leben denke ich,
dass die Wissenschaft ein von Neugier angetriebenes Abenteuer sein sollte.
Heutzutage gibt es eine Menge Pflichten in der Wissenschaft, wir müssen Paper publizieren, tun wir das nicht, überleben wir nicht,
erhalten keine Forschungsgelder, keine Positionen.
Sie müssen also Paper publizieren und Anträge auf Forschungsgelder schreiben.
Das sind aber nur die Pflichten, nicht das Eigentliche.
Sie sollen nicht nur Daten erfassen, um ein Paper zu veröffentlichen, einen Job zu finden oder Forschungsgelder zu bekommen.
Natürlich ist das auch wichtig, um zu überleben, aber Entdeckungen sollten aus Neugierde geschehen, d.h.
Sie müssen spannend finden, was Sie machen.
Machen Sie das, was Sie aufregend finden, und nicht nur Sachen, die Sie für karriereförderlich halten –
die auch, aber eben auch aus Neugierde.
Sie sollten richtig Spaß dabei haben – ich hatte viel Spaß in der Wissenschaft und habe ihn noch immer.
So werden Entdeckungen gemacht.
Die letzte Lektion Nummer 6 ist vielleicht typisch für mich,
aber ich empfehle Ihnen, die experimentelle Arbeit niemals aufzugeben.
Ich mache sie bis heute meist täglich und finde, dass sie großen Spaß macht und sehr wichtig für die Kreativität ist.
Wenn ich ein Experiment mit meinen eigenen Händen durchführe, bin ich bis zum Schluss gespannt auf das Ergebnis.
Entspricht das Ergebnis nicht meinen Erwartungen, finde ich das sogar noch aufregender.
Wenn Sie also weiterhin Spaß haben und vielleicht Entdeckungen machen wollen, hören Sie nicht mit der experimentellen Arbeit auf.
Natürlich können Sie nicht alles selbst machen, Sie brauchen die Hilfe von Studenten und kompetenten Mitarbeitern.
Ich hatte das ganz große Glück, dass mir über viele Jahre außerordentlich kompetente Mitarbeiter zur Seite standen;
dazu gehörten meine Frau Judy Hershko und mehr als 30 Doktoranden wie Aaron Ciechanover,
der in den spannenden Zeiten der Entdeckung des Ubiquitin-Systems mit mir zusammengearbeitet hat
und dabei eine wichtige Rolle spielte.
Unter meinen Mitarbeitern waren glücklicherweise mehrere wunderbare Menschen, vor allem Irwin Rose,
der mir beim Verständnis der chemischen Natur der Ubiquitin-Bindung geholfen hat.
Hier ist ein Foto, das ich Ihnen gerne zeigen möchte, es wurde im Fox Chase Cancer Center in Philadelphia aufgenommen,
unmittelbar nach unserer Entdeckung der kovalenten Ligation.
Als wir dort hingingen – mit uns meine ich die Leute aus meinem Labor in Haifa – wussten wir bereits,
dass wir Ubiquitin isoliert hatten und es an Proteine bindet, doch das Verständnis,
dass es über eine Amidbindung an das Substrat gebunden ist, vermittelte Irwin Rose.
Kann ich bitte den Pointer haben, dann zeige ich ihn Ihnen.
Das ist Irwin Rose.
Das ist Aaron Ciechanover als junger Mann und das bin ich in jungen Jahren.
Es ist schön sich Fotos anzusehen, auf denen man jung ist.
Es erinnert mich an die spannenden Zeiten der Entdeckung des Ubiquitin-Systems.
Vielen Dank für Ihre Aufmerksamkeit.
