Well, good morning and thank you Astrid and I appreciate to be here again.
Now it's, perhaps some of you may experience some kind of a culture shock after Sir Harold Kroto’s beautiful presentation,
the grand view on science, society and sustainability.
Now back to the world of molecules, the more so because what I'm discussing today is the destruction of molecules.
So an expression that is negatively associated but you will see that it is absolutely necessary required to maintain life.
So, I'm sorry about that.
Now Astrid announced me as associated with the Max Planck Institute for Biochemistry.
That’s still true but after my retirement I am busy at other places that you see here.
Now I'm talking about protein destruction, negatively associated expression but absolutely required to maintain life.
Now, proteolysis of peptide hydrolysis is a very simple chemical reaction by boiling acid or base,
which we understand in all details, but the nature uses enzymes.
And it uses many of them.
This is surprising for such a simple chemical process.
Now, what you see here is a large number of families of proteinases, all of which use different mechanisms
and have different three-dimensional structures.
So why do we have so many of these proteinases?
Now we do have so many because they are important and involved in regulation in physiological processes.
So because proteolytic activity may be very dangerous, destroying essential protein molecules in cells or outside cells,
proteolytic activity is extremely tightly regulated at all levels.
Transcription, translation, activation, inhibition and degradation.
What I will describe today is different mechanisms of activation and inhibition.
And what you see here on this cartoon is the various modes, mechanisms of regulation
that we found in our studies by structural biology of proteinase structures and their mechanisms.
So the cartoon, which I will go briefly through, is based mainly on structural biology studies and functional studies.
But it is quite clear that proteinases are central to many diseases and malignancies
and therefore there is a strong applied interest in these structures and their mechanisms
as well for medicine and crop protection.
And I will mention a few of these aspects during my talk with specific molecules and describing.
So let me briefly go through these various types, kinds of mechanisms that we found in our structural studies.
There is the simple interaction of the green proteinase with its red proteinaceous inhibitor.
This was actually the first example of protease regulation that we saw in the late sixties, early seventies and the inhibitor molecules involved were BPTI and the Kazal inhibitors were BUSI.
You heard about BUSI as the paradigm for the development of protein NMR.
These are small protein molecules.
There is regulation by substrate specificity.
Some of the proteases are exquisitely specific, leaving one peptide bond in the millions of peptide bonds they meet
during their lifetime, in cells or outside cells.
And specificity is by an intricate binding surface.
So steric complementarity is required, electrostatic hydrogen bonding.
There is pro-enzyme cleavage.
So most of the proteases are synthesized as pro-enzymes,
which are inactive and activation is by cleaving the pro-part, a limited proteolysis step.
And this may involve a no structural change so the pro-part is just physically blocking the substrate binding site
or it may involve a profound structural change, though there are examples for both of these mechanisms.
There is regulation by of colocalization, I mean both protease and substrate are membrane anchored.
So for instance all of the clotting enzymes are of that type to limit the activity
of the clotting enzymes to the vessel surface, makes great sense.
There is cofactor binding, this blue cofactor binds to the enzyme and provides an additional binding surface for the substrate.
And only when this is available the substrate is stably bound and processed.
There is no other structural change in either of these components
but there is also examples where cofactor binding causes a profound structural rearrangement of the enzyme part
and only this form then is enzymatically active.
And there are these two mechanisms on which I will focus.
Oh my God.
Well what should I do?
So it brings in slides from the end of my presentation.
Well there are these mechanisms on which I will focus today, which we see in the large intercellular protease machines.
They are large aggregates which have the active sites sequestered inside these particles and regulation
is by opening or closing an entry port.
And that is the last example, a very recent discovery of protease regulation in the HtrA family of proteinases
where there is activation by a stress signal and the formation of a cage around the substrate.
Now these are the molecules I am discussing today, all of them very big with molecular weights up to one million
and consisting of many sub-units.
This is a proteasome that consists of twenty-eight sub-unit HslVU,
it's twenty-four sub-units then tricorn with six and DegP with six or twelve or twenty-four.
Now I should say after Kurt’s talk that all of these are one or two orders of making it too large for NMR.
So it needs crystallography, there is no doubt about that.
So let me begin with the proteasome, which we first analyzed as the archaeal species.
Why did we choose the archaeal proteasome?
Simply because it has a simple chemistry.
It has the architecture of the yeast, a human protozoan that is a cylindrical molecule.
It's built up of twenty-eight sub-units but the chemistry is simple.
So all these alpha sub-units which form the outer rings of this molecule are identical, so it's alpha seven
and then the inner rings is beta seven and then a twofold repetition called the particle symmetrical with the sevenfold axis.
So that was the starting point some years ago with the structural biology of the proteasome.
And then of course we went on to the eucaryotic proteasome.
We have chosen yeast but the yeast sequences are very similar to the human sequences a lot, all we derive,
interpret from the yeast structure as well it for the human structure as well.
Now, it has the archaeal architecture but here all the alphas are different so there is alpha one to seven
and there is beta one to seven.
So a substantially higher complexity we see in eucaryotes.
I'll come back to that later.
Now what is the role of the proteasome?
It's very essential in cells for many reasons.
One is that it is the executioner of the ubiquitin pathway discovered and described
by Hershko, Ciechanover and Rose and honoured with a Noble Prize.
So the executioner of this ubiquitination conjugation pathway is the proteasome, which recognizes the ubiquitin label,
unfolds the polypeptide that is labelled and degrades it.
Now, it does more.
It's a housecleaner.
So it recognizes denatured proteins and degrades them into essentially octapeptides.
Now if these denatured proteins or their products are not endogenous so of, for instance, viral origin,
then a downstream machinery recognizes that fact and transports these peptides,
which are called now antigenic peptides to the cell surface in complex,
the MHC class one molecules and triggers t-cell immune response.
There is no t-cell immune response without proteasome.
So it's absolutely essential for life in eucaryotes.
Now this is a cartoon that shows the players.
We have the core particles.
This is where we do have atomic structure.
This is what I am mainly discussing but it is associated weakly with a regulatory particle,
which is equally complex and its functions are to recognize the ubiquitin label unfold the label protein,
which then defuses into the core and is degraded.
Now this is a presentation of this big molecule with about 70,000 atoms, so this is all atom presentation.
It's clear that it's completely in-transparent
so we have to reduce the complexity by just drawing the secondary structure elements
or making a surface representation, cut open particle so we look inside and we see
that the active sides here marked with a covalent inhibitor are located inside
and they are associated with the n-terminal threonine.
So this experiment defined the mechanism of the proteasome as an n-terminal threonine protease.
Now I can pick only a few aspects of this machine and I would like to tell you a bit about the proteasome as a drug target.
Now it was surprising for me and for all of us, I think that the proteasome,
which plays such an essential role in all eucaryotic cells is a drug target.
But this was serendipitously found by using this simple boronate, a peptide boronate,
and finding that this compound is a drug against certain forms of multiple incurable, multiple myeloma.
Now we found by crystallography, what it does, the boronic acid adds, oscillates the n-terminal threonine hydroxyl group.
This finding some years ago and then the fact that this compound is on the market generated a lot of intensive screening,
in particular of large natural compound libraries.
And what you see in yellow here are compounds that had been discovered and given to us and we looked at the structures of them.
You see they are chemically quite diverse.
They have quite different head groups.
This is an aldehydic group, which forms a hemiacetal with the n-terminal threonine.
And otherwise it has some peptidic moiety.
These are the (inaudible 16.18) which have a beta-lactone and oscillate the n-terminal threonine.
This is the epoxymicine which has a beta-epoxyketone group and adds to the hydroxyl group
and the amino terminals forming morpholino, absolutely specific of course for an n-terminal threonine.
This is the TMC compound.
A heavily, dirivitized peptide, cross linked side chains, of quite some interest
because it does not form a covalent bond with the n-terminal threonine.
And we looked at that in order to help further development.
Now, this is the original compound.
So we did the crystal structure of that to find out that not all of these difficult to synthesize,
chiral centers or substitutes are actually contacting the protein and are necessary.
So we did some kind of a retro design to simplify the natural compound and came up with this relatively simple compound,
which is easy to synthesize and almost as good as a natural compound and can be developed further.
This is the most recent of these, a series of natural proteasome antagonists
so it was a discovery by our colleague in University of Zurich, Robert Dudler,
who found that a plant pathogen secretes a virulence factor of this structure.
And you see here it's characterized by an unsaturated amide grouping and we found
that it targets the proteasome, the plant proteasome.
It targets it and covalently binds to the n-terminal threonine via a Michael-Addition to the C4 carbon here.
How here you see the electron density of those.
This is the kind of experimental data that we have.
And what happens in the plant cells is what one sees,
an accumulation of poly-ubiquitinated cyclin B1 is a sign that the proteasome no longer works
and this leads to apoptosis and to the death of this plant cells.
Now, the structure that we saw was in surface representation closed.
So the active sites are inside and the entry and exit ports are closed.
And in fact this is a latent form.
That is how we isolate the molecule and the plaques here are formed by the n-terminal segments of the outer ring,
which is made from the alpha sub-units.
So we now set out to constitutively activate it,
so make a constitutively active mutant by simply deleting one of these n-terminal segments.
So one out of seven.
And what happens is what you see in the electron density here.
So you remove one strain and the structure is completely destroyed.
Of course there is metal in here.
There are six more poly-peptide chains but this is disordered and then allows diffusion of the substrate into it
and the activity jumps up by a factor of thirty.
Now, a few words about evolution.
Now I spoke about the archaeal simple proteasome, seven identical alphas, betas and seven fold axis and a twofold repetition.
The complex eucaryotic, all alphas different, all betas are different.
Now most bacteria do not have a proteasome but they have a related machine
that is called HslVU and minus the sequence has clearly showed that there is a relationship between these
and these sub-units and of course we did the crystal structures and compared and verified what can be deduced from the sequence.
Now, the question is about evolution.
And it's quite clear that the simple bacterial HslVU is some kind of a ur-proteasome or is the precursor of that.
Although we find it in modern bacteria but there is a clear relationship of this HslVU sub-unit with a beta sub-unit
and also the archaeal alpha sub-units are related.
They have this topology of a beta sandwich in green, topped with alpha helixes, but a lot of differences in the alpha sub-unit.
Now, these two then combine.
We know a lot about the mechanism of oligamerization to form the archaeal proteasome.
But how can this evolution into the modern eucaryotic proteasome happen, where all the alphas and all the betas are different.
And we know from genetic experiments that none of these alphas or betas can replace another one.
So how can that be?
An evolutionary jump from all the same to all different.
There must have been intermediates which either have been lost during evolution
or we just haven’t looked at enough chain sequences.
Now, one more of these machines and back to the archaea again to thermoplasma acidophilum.
This is the proteasome which makes octapeptides and there is a tricorn protease waiting
which is almost as large as the proteasome which makes di-peptides and there are aminopeptidases waiting which make aminoasis.
Now, how does the tricorn look like.
A very different architecture you'll see.
So a three, two symmetrical particle.
We look along the threefold axis.
The active sights, we now magnify one of the big sub-units, 1200 aminoasis residues.
The active sights are located inside and we know from experiments
that the substrate enters through these blue beta propeller structures, a narrow tunnel
which requires complete unfolding and the products leave through the other side, through the yellow beta propeller structure.
Now, we also looked at the structure of these further downstream aminopeptidases and we do have good evidence
that these huge molecules made transient complexes,
such that there is a processive degradation of the poly-peptide into amino acids, in one go.
There is no release of intermediates.
So the proteasome makes octapeptides.
The octapeptides then diffuse into the nearby tricorn, which makes di- and tri-peptides,
which wait at the exit of the tricorn and makes the amino acids.
So a huge machine with a molecular weight of several millions.
Now let me come to this very new protease machine that has another quite fascinating feature.
This cartoon shows what is happening, schematically.
So there is the inactive protease, which needs activation by its substrate and the activating,
the stress signal is by a part a c-terminal part of OMP, OMP stands for outer membrane protein.
And then when this binds the protease opens, becomes active and at the same time it assembles around the substrate, forms a shell.
Now, let me go through the structural evidence for that.
Well this is the DegP or HtrA family, a big family, seen in all kingdoms of life and they have in common the protease,
which is a trypsin-like protease, which we know very well of course from these early studies
on the digestive enzymes and it has PDC domains.
PDC domains are domains that have been seen in many other protein family contexts.
They are receptors for c-terminal parts of other proteins.
So this is the basic architecture, the basic construction scheme of this large family.
Now let’s look at the coli version, the DegP, where we know most about.
And first I'll speak about the function, the general function of it.
Now, the first in this slide I have borrowed from my good colleague, Michael Ehrmann in Duisburg-Essen
and from Tim Clausen who is in Vienna.
Now, the DegP is the housecleaner for the periplasmic space in the ground negative e-coli
and in particular it looks at the proper fold of the outer membrane proteins.
These are, of course, as all proteins, synthesized in the cytoplasm,
transported through the cytoplasmic membrane and then are incorporated into the outer membrane.
A lot of things can happen there.
And OMPs then not reaching its final target.
So the stress signal, the signal that the OMP is not properly folded is an exposed C-terminus.
Now, here we look at the structure of an OMP.
It's an integral membrane protein, it's a barrel structure and it has a C-terminal segment, this red segment,
which is part of the barrel.
Now, when OMPs are not properly folded this C-terminal segment sticks out and is the signal for activating the DegPs,
such that it is removed from the periplasmic space.
So DegP is a housecleaner, I mentioned already.
It has a protease activity and remarkably enough it has also the opposite activity.
It has a chaperone activity.
So it sometimes helps misfolded OMPs to fold again.
In particular, at low temperature.
This is a quite fascinating balance of activities, destruction and rescue, in the same molecule, under some conditions.
I will say a few words about that.
Now, this was the first structure of DegP, which we analysed and found that it is in a hexameric form.
So it's a dimer of trimers.
We look along the three or four axis here.
We see in green the tripsene domains and we see in red the PDC domains.
And we already saw in these first crystals two different forms of DegP6, a closed form and an open form,
showing immediately the mobility of the PDC domains.
They may fold up and form this closed structure and move away to form the open structure.
The active sites are, as in all these machines, buried inside.
Now, this DegP6 is inactive.
And it is inactive, and its inactivity is easily explained because the substrate binding site is entirely distorted.
Now, what you see here in grey is trypsin.
It's trypsin with bound substrate and this is the strain to which the substrate docks.
You see that this loop is entirely distorted.
In the inactive DegP6 it's folded over the active site, immediately explaining the inactivity.
Now, activation comes by the stress signal and the stress signal in the C-terminal segment of an unfolded OMP.
This is the electron density of an activated HtrA structure so it shows the stress signal peptide bound to the PDC domain.
And then this causes a series of structure changes at the interface between PDC and protease domain
and this finally leads to opening up of the active site, of the protease,
the trypsin part such it can bind substrate and become active.
A few words about some basic functional properties of DegP.
First it is a processive protease that we can easily monitor by looking at the spectrum of products over time.
Just monitoring the outflow of the peptides taken from a limited time digest and we see there is no change.
This is a clear indication there are no intermediates released.
We have to explain that.
The products are mainly 12-mer and 18-mer, can we explain that, we can.
This cartoon shows what happens.
We just look at the trimer in this oligomer that you will see in a minute.
So this is the inactive form.
There's a PDC domain and there is the active site, closed, of the protease domain.
Now, when the activating peptide binds it causes structure change,
propagated to the active site in the neighbouring protease domains and then cleavage starts.
And let’s look here.
So there is binding, there is activation and there is cleavage at the red segment.
Now, a new C-terminus is generated and that new C-terminus then is just the right sequence for binding to another PDC domain.
So the substrate shuttles between PDC and active sites, stays in the compartment and is completely digested.
So that explains processivity and the distances between the active sites are such
that we can explain the generation of 12-mers and of 18-mers.
Now, when one isolates DegP from E. coli,
then you find it is a 24-mer, and you find it is a 24-mer with an additional bend, which turns out to be an OMP.
This is the crystal structure determined by Krojer and Ehrmann and Clausen quite recently.
It's a 24-mer, forming an open shell and inside here sits the substrate.
We don’t see by crystallography this abstract because it's disordered.
It has many ways to orient itself in the symmetrical cage.
But it has a size sufficient for an OMP, which nicely fits into here.
Now, by looking with an electro-microscope at this preparation, which allows us to determine the shape of this molecule.
But as we know the detailed structure of the components we can model them in and in the MVC that in fact has matter inside
and that matter is a substrate, is an OMP.
So, this is the summary.
We do have the inactive hexamer, we have the active 24-mer.
Inactivity is because of the distortion of the substrate binding site so this L2 loop does not allow substrate attachment.
Now, in the active 24-mer this is moved and there is easy access to the substrate binding.
This is the trigger.
The trigger is as I said the C-terminal segment of an OMP, which binds to the PDC domain.
This summarizes again what I have explained to you.
Let me repeat it.
We do have the inactive DegP, the hexameric form, just one monomer is drawn here.
We have the OMP that is folded, but if it is unfolded then it exposes the C-terminus.
This binds to the PDC domain that triggers a confirmation of change in the protease domain and at the same time it forms a shell,
a 24-meric or a 12-meric shell around the substrate.
Now, the pure substrate faces 24 proteases around it.
It's hopeless, one would say.
It is degraded in here but it has a certain, at least at low temperature, it has a certain chance.
The chances that it refolds in this compartment, that is it withdraws the signalling peptide
and incorporates it into its own body.
If that happens then DegP returns to the inactive conformation and this leads to disassembly of the shell
and we have liberation of an intact healthy OMP.
So this is the chaperone activity.
At high temperature it's mainly protease.
Well, Astrid, there are, well you gave me -.
This, well it's, on Monday, when we had this get together with the students around the table,
I was frequently asked about the companies which I had helped to found some years ago, and which were mentioned in my CV.
So, obviously, there was a keen interest of the students, understandably.
Not all can go into academic jobs and look for other opportunities.
And I told them, there are other opportunities, and I helped to generate, at least in two cases,
such opportunities and let me just briefly go through what had happened.
Now, the field of structural biology has matured to such an extent that it does provide a sound basis for businesses.
And it is a rather interesting business.
It's a business at the interface of basic research,
when there are new structures to be determined for medical purposes for instance or crop science.
So, the interface of basic research and application.
Now, the first of these foundations in which I helped was Proteros about ten years ago.
It now is a medium sized, and actually flourishing, company that did not need much investment.
It grows by the income it has and what it does, it offers to customer’s information about protein structures
and protein-ligand complexes for money, of course.
This is important for pharma companies for further development of the compounds they have found in a screening experiments.
So, Proteros offers this and it has the proper technologies, namely protein production usually.
They covalent protein structure analysis and protein-ligand information, this they sell and they live on it.
It's interesting work and certainly a kind of alternative career, alternative to academic jobs.
The second company is a more traditional, modern biotech company,
namely a company that develops a new therapeutic principle for autoimmune diseases.
It goes back to my own work many years ago with the first structure of an antibody molecule that you see here rotating.
Now, an antibody molecule binds antigen to the tips of these arms and it exerts its effective function with this stem part.
You see.
So that was the first kind of experiment.
The other was then a recent additional study, namely to determine the structure of the receptor of an antibody to immune cells.
Now this is an essential process.
Immune cells, so antibodies bind to the antigen, opsonize it, so bacterium for instance,
and this opsonized complex is recognized by immune cells via their receptors.
These are called FC-receptors because they bind to the FC-part of the antibody molecule.
And this was the structure still in the academic environment, but then we thought now there is big use of that,
in particular in autoimmune diseases.
So what we thought about this is an immune cell, this is an antigen antibody complex, binding to the receptor stimulating it.
And in autoimmune diseases this should be inhibited.
And we thought a proper antagonist for that would be a soluble FC-receptor and that was the basis of the company.
We did some animal experiments, which looked quite good and this is now in clinical tests by SuppreMol.
So with this I would like to end and thank you for your attention.
So with this I would like to end and thank you for your attention.
Guten Morgen.
Astrid, ich danke Ihnen, und ich weiß es zu schätzen, wieder hier zu sein.
Es könnte sein, dass einige von Ihnen nach Sir Harold Krotos wunderbarer Präsentation,
dem großartigen Überblick über Wissenschaft, Gesellschaft und Nachhaltigkeit, eine Art Kulturschock erleben werden,
denn wir kehren zurück zur Welt der Moleküle, und um so mehr deshalb,
weil ich heute die Zerstörung von Molekülen besprechen möchte.
Es geht also um einen Begriff, der negativ besetzt ist, aber Sie werden sehen,
dass er absolut notwendig ist, um das Leben zu erhalten.
Das tut mir also sehr leid.
Astrid kündigte mich als dem Max Planck-Institut für Biochemie zugehörig an.
Das ist zwar noch richtig, aber seit meiner Pensionierung arbeite ich auch an anderen Orten, wie Sie hier sehen.
Ich spreche nun von der Zerstörung von Proteinen – ein negativ besetzter Begriff, aber absolut notwendig,
um das Leben zu erhalten.
Die Proteolyse der Peptid-Hydrolyse ist eine sehr einfache chemische Reaktion,
bei der man eine Säure oder eine Base zum Kochen bringt und die wir in allen Details nachvollziehen können,
aber die Natur verwendet Enzyme.
Und sie verwendet viele davon.
Für einen solch einfachen chemischen Prozess ist das überraschend.
Was Sie hier nun sehen, ist eine große Anzahl von Proteinasen-Familien,
die sich alle unterschiedlicher Mechanismen bedienen und dreidimensionale Strukturen haben.
Warum besitzen wir so viele von diesen Proteinasen?
Nun, wir haben so viele davon, weil sie wichtig und an der Regulierung physiologischer Prozesse beteiligt sind.
Weil also die proteolytische Aktivität sehr gefährlich sein und essenzielle Proteinmoleküle
in oder außerhalb von Zellen zerstören kann, wird die proteolytische Aktivität auf allen Ebenen
Was ich heute schildern werde, sind die unterschiedlichen Mechanismen von Aktivierung und Hemmung.
Und was Sie hier in diesem Cartoon sehen, sind die verschiedenen Modi, die Mechanismen der Regulierung,
die wir in unseren Studien durch die strukturelle Biologie von Proteinase-Strukturen und ihre Mechanismen gefunden haben.
Dieser Cartoon, den ich kurz durchgehen werde,
basiert größtenteils auf Untersuchungen zur strukturellen Biologie und auf funktionalen Untersuchungen.
Aber es ist ziemlich klar, dass Proteinasen für viele Krankheiten und bösartige Tumore wesentlich sind.
Daher existiert ein großes Interesse an diesen Strukturen und ihren Mechanismen,
sowohl in Bezug auf Medikamente als auch auf den Pflanzenschutz.
Ich werde einige dieser Aspekte während meines Vortrags anhand spezifischer Moleküle erwähnen und beschreiben.
Lassen Sie mich also kurz diese verschiedenen Arten von Mechanismen durchgehen,
die wir in unseren Untersuchungen der Struktur gefunden haben.
Es gibt die einfache Interaktion der grünen Proteinase mit dem entsprechenden roten Proteinase-Inhibitor.
Dies war, genau genommen, das erste Beispiel einer Proteasen-Regulierung, die wir in den späten 1960er,
frühen 1970er Jahren sahen, und die daran beteiligten Inhibitor-Moleküle waren BPTI und die Kazal-Inhibitoren waren BUSI.
Sie haben von BUSI als dem Paradigma für die Entwicklung der Protein-Kernspinresonanzspektroskopie gehört.
Es sind sehr kleine Proteinmoleküle.
Die Regulierung erfolgt durch Substratspezifität.
Einige der Proteasen sind äußerst spezifisch.
Das lässt eine Peptidbindung in den Millionen von Peptidbindungen,
auf die sie im Laufe ihres Lebens innerhalb oder außerhalb von Zellen treffen, übrig.
Die Spezifität kommt durch eine komplexe Bindungsoberfläche zustande.
Somit ist sterische Komplementarität erforderlich, elektrostatische Wasserstoffbindung.
Es gibt eine proenzymatische Spaltung.
Die meisten Proteasen werden als Proenzyme synthetisiert, die inaktiv sind,
und die Aktivierung erfolgt durch Spaltung des Pro-Teils, ein begrenzter Proteolyse-Schritt.
Und das muss nicht unbedingt eine strukturelle Veränderung nach sich ziehen, so dass es sein kann,
dass der Pro-Teil einfach physisch die Substrat-Bindungsstelle blockiert,
oder es kann eine tiefgreifende Strukturänderung nach sich ziehen – es gibt Beispiele für beide Mechanismen.
Es gibt eine Regulierung durch Kolokalisierung, bei der sowohl die Protease als auch das Substrat membranverankert sind.
So gehören zum Beispiel alle Gerinnungsenzyme zu diesem Typ,
um die Aktivität der Gerinnungsenzyme an der Gefäßoberfläche zu begrenzen.
Das macht sehr viel Sinn.
Es gibt eine Bindung durch den Kofaktor,
dieser blaue Kofaktor bindet an das Enzym und sorgt für eine zusätzliche Bindungsoberfläche für das Substrat.
Nur wenn diese zur Verfügung steht, wird das Substrat stabil gebunden und verarbeitet.
In keiner der beiden Komponenten ereignet sich eine andere strukturelle Veränderung,
aber es gibt Beispiele dafür, das eine Kofaktor-Bindung eine umfassende strukturelle Umgestaltung des Enzymteils bewirkt,
und nur diese Form ist dann enzymatisch aktiv.
Und hier sind diese beiden Mechanismen, auf die ich mein Hauptaugenmerk richten werde.
Oh mein Gott.
Was soll ich tun?
Es führt also dazu, dass ich Dias vom Ende meines Vortrags heranziehe.
Gut, hier haben wir diese Mechanismen, auf die ich mich heute konzentrieren werde,
welche wir in den großen interzellulären Protease-Maschinen sehen.
Sie sind große Aggregate, die die aktiven Bereiche innerhalb dieser Teilchen isolieren.
Die Regulierung geschieht durch das Öffnen oder Schließen eines Zugangs-Ports.
Das ist das letzte Beispiel, eine noch nicht lange zurückliegende Entdeckung der Protease-Regulierung
in der HtrA-Familie der Proteinasen, bei der die Aktivierung durch ein Stresssignal
und die Bildung eines Käfigs um das Substrat erfolgt.
Dies hier sind nun die Moleküle, über die ich heute sprechen werde.
Sie alle sind ziemlich groß, mit Molekulargewichten von bis zu einer Million, und bestehen aus mehreren Untereinheiten.
Dies ist ein Proteasom, das aus 28 Untereinheiten von HslVU besteht, es sind 24 Untereinheiten,
dann ein Dreispitz mit sechs und DegP mit sechs oder 20 oder 24.
Nach Kurts Vortrag sollte ich erwähnen,
dass diese alle ein oder zwei Größenordnungen zu groß für die Kernspinresonanzspektroskopie sind.
Dafür brauchen wir die Kristallografie, daran besteht kein Zweifel.
Lassen Sie mich also mit dem Proteasom beginnen, das wir als erstes bei der archaealen Spezies analysierten.
Warum wählten wir das archaeale Proteasom?
Nur deshalb, weil es eine einfache Chemie hat.
Es hat die Architektur von Hefe, ein menschliches, das ein zylindrisches Molekül ist.
Es besteht aus 28 Untereinheiten, aber die Chemie ist einfach.
Alle diese Alpha-Untereinheiten, die die äußeren Ringe dieses Moleküls bilden, sind identisch, also Alpha sieben,
und dann sind da die inneren Ringe, Beta sieben, und dann eine zweifache Wiederholung,
die als das mit der siebenfachen Achse symmetrische Partikel bezeichnet wird.
Das also war für die strukturelle Biologie des Proteasoms vor einigen Jahren der Ausgangspunkt.
Danach gingen wir natürlich zu dem eukaryotischen Proteasom weiter.
Wir haben Hefe ausgesucht, aber die Hefe-Sequenzen sind den menschlichen Sequenzen sehr ähnlich,
und alles, was wir von der Hefestruktur ableiten, können wir auch auf die menschliche Struktur anwenden.
Es besitzt also die archaeale Architektur, aber hier sind alle Alphas anders.
Hier ist Alpha eins bis sieben, und hier ist Beta eins bis sieben – folglich sehen wir in Eukaryoten
eine wesentlich höhere Komplexität.
Darauf werde ich später zurückkommen.
Was ist nun die Rolle des Proteasoms?
In Zellen ist es aus vielen Gründen essenziell.
Ein Grund besteht darin, dass es der Scharfrichter des Ubiquitin-Pfads ist,
der von Hershko, Ciechanover und Rose entdeckt und beschrieben wurde, die dafür mit einem Nobelpreis geehrt wurden.
Der Scharfrichter dieses Ubiquitinierungs-, Konjugationspfades ist also das Proteasom,
welches die Ubiquitin-Markierung erkennt, das markierte Polypeptid auseinanderfaltet und abbaut.
Es tut noch mehr.
Es ist eine Reinigungskraft und erkennt denaturierte Proteine und baut sie ab, im Wesentlichen zu Oktapeptiden.
Wenn diese denaturierten Proteine oder ihre Produkte nicht endogen, sondern, zum Beispiel, viralen Ursprungs sind,
wird dies von einem nachgeschalteten Mechanismus erkannt, der diese Peptide, die nun als antigene Peptide bezeichnet werden,
in einem Komplex von MHC-Molekülen erster Klasse zur Zelloberfläche transportiert und eine T-Zellen-Immunantwort auslöst.
Ohne das Proteasom gibt es keine T-Zellen-Immunantwort.
Es ist bei Eukaryoten also absolut lebensnotwendig.
Hier haben wir einen Cartoon, der die Akteure zeigt.
Wir haben die zentralen Partikel.
Hier haben wir tatsächlich eine atomare Struktur.
Darüber werde ich hauptsächlich sprechen,
aber es steht in geringem Ausmaß mit einem regulatorischen Partikel in Zusammenhang, welches genauso komplex ist.
Seine Funktionen bestehen darin, die Ubiquitin-Markierung zu erkennen und das markierte Protein auseinanderzufalten,
das sich dann im Kern verteilt und abgebaut wird.
Dies ist eine Darstellung dieses großen Moleküls mit ungefähr 70.000 Atomen, somit ist es eine Darstellung aller Atome.
Es ist klar, dass es vollkommen intransparent ist, somit müssen wir die Komplexität reduzieren,
indem wir einfach die sekundären Strukturelemente aufzeichnen oder eine Oberflächendarstellung erstellen.
Wir schneiden ein Partikel auf, schauen hinein und sehen, dass die aktiven Bereiche,
die hier mit einem kovalenten Inhibitor markiert sind, innen gelegen sind.
Sie hängen mit dem n-terminalen Threonin zusammen.
Dieses Experiment definierte folglich den Mechanismus des Proteasoms als eine n-terminale Threonin-Protease.
Ich kann nur einige Aspekte dieses Mechanismus herausgreifen,
und ich möchte ihnen gern etwas über das Proteasom als Angriffsziel von Medikamenten erzählen.
Ich glaube, es war für mich und für uns alle überraschend, dass das Proteasom,
das eine solch wesentliche Rolle in allen eukaryotischen Zellen spielt, ein Angriffsziel für Medikamente ist.
Doch dies wurde glücklicherweise herausgefunden, indem man dieses einfache Boronat einsetzte, ein Peptid-Boronat,
und feststellte, dass diese Verbindung ein Medikament gegen bestimmte Formen des unheilbaren multiplen Myeloms ist.
Mit Hilfe der Kristallografie fanden wir heraus, wie es wirkt.
Die Boronsäure fügt die n-terminale Threonin-Hydroxylgruppe hinzu und azetyliert diese.
Diese vor ein paar Jahren gemachte Entdeckung und danach die Tatsache, dass sich diese Verbindung auf dem Markt befindet,
rief eine gründliche Prüfung hervor, insbesondere der Sammlungen großer natürlicher Verbindungen.
Was Sie hier in gelb sehen, sind Verbindungen, die man entdeckte und uns gab und deren Strukturen wir uns anschauten.
Wie Sie sehen, sind sie chemisch ziemlich vielfältig.
Sie haben recht unterschiedliche Hauptgruppen.
Dies ist eine Aldehyd-Gruppe, die ein Halbacetal mit dem n-terminalen Threonin bildet,
und im Übrigen einige Peptidteile besitzt.
Diese sind die...
Dies ist das Epoxomicin, das über eine Beta-Epoxy-Keton-Gruppe verfügt und sich an die Hydroxyl-Gruppe anheftet.
Die Amino-Terminale bilden ein Morpholino, was natürlich ganz spezifisch für ein n-terminales Threonin ist.
Das ist die TMC-Verbindung, ein massiv derivatisiertes Peptid, mit vernetzten Seitenketten,
und von einigem Interesse, weil es keine kovalente Bindung mit dem n-terminalen Threonin eingeht.
Wir haben es uns angeschaut, um zu weiteren Entwicklungen beizutragen.
Das ist die ursprüngliche Verbindung.
Wir erstellten die Kristallstruktur und fanden heraus, dass nicht alle von diesen schwierig herzustellenden Verbindungen,
chiralen Zentren oder Ersatzstoffen, das Protein kontaktieren und notwendig sind.
Wir fertigten daher eine Art Retro-Design an, um die natürliche Verbindung zu vereinfachen,
und entwickelten diese relativ einfache Verbindung,
die leicht herzustellen und fast so gut wie eine natürliche Verbindung ist und weiterentwickelt werden kann.
Das ist der jüngste von diesen Stoffen, eine Reihe von natürlichen Proteasom-Antagonisten.
Es war eine Entdeckung unserer Kollegen von der Universität Zürich, Robert Dudler, der herausfand,
dass ein Krankheitserreger bei Pflanzen einen Virulenzfaktor dieser Struktur absondert.
Sie sehen hier, dass der Stoff durch eine ungesättigte Amidgruppe gekennzeichnet ist, und wir stellten fest,
dass er das Proteasom, das Proteasom bei Pflanzen, zum Angriffsziel nimmt.
Er nimmt es ins Visier und bindet kovalent an das n-terminale Threonin über eine Michael-Addition mit dem C4-Kohlenstoff hier.
Hier sehen Sie deren Elektronendichte.
Das ist die Art von experimentellen Daten, die wir haben.
Was in der Pflanzenzelle geschieht, ist das, was man sieht:
eine Anreicherung von poly-ubiquitiniertem Cyclin B1 ist ein Zeichen dafür, dass das Proteasom nicht länger arbeitet.
Dies führt zur Apoptose und dem Tod dieser Pflanzenzellen.
Die Struktur, die wir sahen, war in der Oberflächendarstellung geschlossen.
Die aktiven Bereiche liegen innen, und die Zugangs- und Ausgangs-Ports waren geschlossen.
In der Tat handelt es sich dabei um eine latente Form.
Auf diese Art und Weise isolieren wir das Molekül.
Die Plaques hier werden von den n-terminalen Segmenten des äußeren Rings gebildet, der aus den Alpha-Untereinheiten besteht.
Wir machen uns nun daran, es konstitutiv zu aktivieren, und stellen somit einen konstitutiv aktiven Mutanten her,
indem wir einfach eines dieser n-terminalen Segmente entfernen.
Eines von sieben.
Was geschieht, können Sie hier bei der Elektronendichte sehen.
Sie entfernen ein Segment und die Struktur wird vollständig zerstört.
Natürlich befinden sich Stoffe hier drinnen.
Es gibt weitere sechs Polypeptidketten, aber es ist ungeordnet und gestattet dem Substrat, hineinzugelangen,
und die Aktivität wird um den Faktor 30 gesteigert.
Ein paar Worte zur Evolution.
Ich sprach von dem einfachen archaealen Proteasom, sieben identische Alphas, Betas,
eine siebenfach gefaltete Achse und eine doppelte Wiederholung.
Bei den komplexen eukaryotischen Proteasomen sind alle Alphas und alle Betas unterschiedlich.
Die meisten Bakterien besitzen kein Proteasom, aber sie verfügen über einen verwandten Mechanismus, der als HslVU bezeichnet wird.
Minus der Sequenz zeigt der Mechanismus deutlich, dass eine Beziehung zwischen diesen und diesen Untereinheiten besteht.
Selbstverständlich haben wir die Kristallstrukturen erstellt und das,
was man aus der Sequenz ableiten konnte, verglichen und verifiziert.
Die Frage dreht sich um Evolution.
Es ist ziemlich klar, dass das einfache bakteriale HslVU eine Art von Ur-Proteasom oder dessen Vorläufer darstellt,
obwohl wir es in modernen Bakterien finden, aber es besteht eine klare Verwandtschaft dieser HslVU-Untereinheit
mit einer Beta-Untereinheit, und auch die archaealen Alpha-Untereinheiten sind damit verwandt.
Sie haben diese Topologie eines Beta-Sandwichs in grün, bedeckt mit Alpha-Helixen,
aber vielen Unterschieden in der Alpha-Untereinheit.
Dann verbinden sich diese beiden.
Wir wissen eine Menge über den Mechanismus der Oligomerisierung, um das archaeale Proteasom zu bilden.
Aber wie kann diese Evolution hin zu dem modernen eukaryotischen Proteasom geschehen,
bei dem alle Alphas und alle Betas unterschiedlich sind?
Aus genetischen Experimenten wissen wir, dass keines dieser Alphas oder Betas durch ein anderes ersetzt werden kann.
Wie kann das also sein?
Ein Evolutionssprung von einer Form, bei der alles gleich war, zu einer, bei der alles unterschiedlich ist?
Es muss Zwischenstufen gegeben haben, die im Laufe der Evolution verschwanden,
oder wir haben einfach noch nicht ausreichend viele Kettensequenzen betrachtet.
Nun noch einer dieser Mechanismen und wieder zurück zu den Archaeen, zu Thermoplasma acidophilum.
Das ist das Proteasom, welches Oktapeptide herstellt, und hier ist eine wartende Dreispitz-Protease,
die beinahe ebenso groß ist wie das Proteasom und Dipeptide herstellt,
und dort sind wartende Aminopeptidasen, die Aminosäuren herstellen.
Wie sieht der Dreispitz aus?
Eine ganz andere Architektur, wie Sie sehen werden.
Ein drei-, zweisymmetrisches Partikel.
Wir schauen die dreifache Achse entlang.
Die aktiven Bereiche, wir vergrößern jetzt eine der großen Untereinheiten, 1200 Aminosäure-Reste.
Die aktiven Bereiche befinden sich innen, und wir wissen aus Experimenten,
dass das Substrat durch diese blauen Beta-Propeller-Strukturen hineingelangt, durch einen engen Tunnel,
der eine vollständige Auseinanderfaltung erfordert, und die Produkte verlassen den Bereich über die andere Seite,
durch die gelbe Beta-Propeller-Struktur.
Wir haben uns auch die Struktur der weiteren nachgeschalteten Aminopeptidasen angeschaut, und wir haben gute Beweise dafür,
dass diese großen Moleküle zu kurzlebigen Komplexen werden,
so dass es einen prozessiven Abbau des Polypeptids zu Aminosäuren in einem Zug gibt.
Es werden keine Zwischenprodukte freigesetzt.
Das Proteasom stellt also Oktapeptide her.
Die Oktapeptide bewegen sich dann in den nahegelegenen Dreispitz, der Di- und Tripeptide herstellt,
die am Ausgang des Dreispitzes warten und die Aminosäuren herstellen.
Es handelt sich also um einen gewaltigen Mechanismus mit einem Molekulargewicht von mehreren Millionen.
Lassen Sie mich nun zu diesem sehr neuen Protease-Mechanismus kommen, der ein weiteres,
ziemlich faszinierendes Merkmal aufweist.
Dieser Cartoon zeigt schematisch das Geschehen.
Hier ist die inaktive Protease, die durch ihr Substrat aktiviert werden muss.
Die Aktivierung, das Stress-Signal, erfolgt durch einen Teil, einen c-terminalen Teil des OMP,
wobei OMP äußeres Membran-Protein („outer membrane protein“) bedeutet.
Wenn dieses bindet, öffnet sich die Protease und wird aktiv,
und zur selben Zeit zieht sie sich um das Substrat zusammen und bildet eine Hülle.
Lassen Sie mich die Struktur-Beweise dafür durchgehen.
Das ist die DegP- oder HtrA-Familie, eine große Familie, die in allen Reichen des Lebens anzutreffen ist.
Ihnen gemeinsam ist die Protease, die eine Trypsin-ähnliche Protease ist
und von der wir natürlich durch diese ersten Studien der Verdauungsenzyme sehr gute Kenntnisse haben.
Sie besitzt PDC-Domänen.
PDC-Domänen sind Domänen, die man in vielen anderen Zusammenhängen mit der Protein-Familie gesehen hat.
Sie sind Rezeptoren für die c-terminalen Enden anderer Proteine.
Dies ist die grundlegende Architektur, das grundlegende Bauschema dieser großen Familie.
Lassen Sie uns nun einen Blick auf die E.
coli-Version, DegP, werfen, über die wir am meisten wissen.
Als erstes werde ich Ihnen etwas über ihre Funktion, ihre Funktion im Allgemeinen erzählen.
Das erste Dia habe ich mir von meinem verehrten Kollegen Michael Ehrmann in Duisburg/Essen
und von Tim Clausen aus Wien ausgeliehen.
DegP ist die Reinigungskraft für den periplasmatischen Raum bei gramnegativen E. coli.
Insbesondere schaut es sich die korrekte Faltung der Proteine der äußeren Membran an.
Diese werden natürlich, wie alle Proteine, im Cytoplasma synthetisiert,
durch die cytoplasmatische Membran transportiert und dann in die äußere Membran eingegliedert.
Dort können viele Dinge geschehen, und das OMP erreicht dann nicht sein endgültiges Ziel.
Das ist die Ursache des Stresssignals, das Signal, dass das OMP nicht korrekt gefaltet ist, ein exponierter c-Terminus.
Hier schauen wir uns die Struktur eines OMP an.
Es ist ein integrales Membranprotein mit einer Fass-Struktur und einem c-terminalen Segment,
dieses rote Segment, das ein Teil des Fasses ist.
Wenn OMPs nicht korrekt gefaltet sind, ragt dieses c-terminale Segment hervor
und stellt das Signal für die Aktivierung der DegPs dar.
Das führt dazu, dass es aus dem periplasmatischen Raum entfernt wird.
Somit ist DegP eine Reinigungskraft, wie ich bereits erwähnte.
Es hat eine Protease-Aktivität und, bemerkenswerterweise, auch die entgegengesetzte Aktivität.
Es hat eine Chaperon-Protein-Aktivität.
Manchmal hilft es also fehlgefalteten OMPs, sich neu zu falten, insbesondere bei niedriger Temperatur.
Dies ist eine ziemlich faszinierende Balance von Aktivitäten, Zerstörung und Rettung,
im selben Molekül, unter denselben Bedingungen.
Dazu werde ich einige Worte sagen.
Das war die erste Struktur von DegP, die wir analysierten.
Wir stellten fest, dass es in hexamerischer Form vorlag.
Es ist ein aus Trimeren bestehendes Dimer.
Wir schauen entlang der drei oder vier Achsen hier.
Wir sehen in grün die Trypsin-Domäne und in rot die PDC-Domäne.
Schon in diesen ersten Kristallen sahen wir zwei verschiedene Formen von DegP6,
eine geschlossene Form und eine offene Form, was unmittelbar die Mobilität der PDC-Domänen aufzeigte.
Sie können sich falten und diese geschlossene Struktur bilden oder sich wegbewegen,
um die offene Struktur zu bilden.
Die aktiven Bereiche sind, wie bei allen diesen Mechanismen, im Inneren verborgen.
Dieses DegP6 ist inaktiv.
Seine Inaktivität lässt sich einfach erklären, denn die Bindungsstelle für das Substrat ist völlig deformiert.
Was Sie hier in grau sehen, ist Trypsin.
Es ist Trypsin mit einem gebundenen Substrat, und dies ist das Segment, an das sich das Substrat anheftet.
Sie sehen, dass die Schleife völlig deformiert ist.
Im aktiven DegP6 ist sie über den aktiven Bereich gefaltet, was sofort die Inaktivität erklärt.
Die Aktivierung geschieht durch das Stresssignal, und das Stresssignal besteht in dem c-terminalen Segment eines ungefalteten OMP.
Das ist die Elektronendichte einer aktivierten HtrA-Struktur, was die Peptidbindung des Stresssignals an die PDC-Domäne zeigt.
Dies verursacht eine Reihe von Strukturveränderungen an der Schnittstelle zwischen PDC und Proteasendomäne
und führt letztendlich dazu, dass sich der aktive Bereich der Protease öffnet, der Trypsin-Teil,
so dass sie das Substrat binden und aktiv werden kann.
Ein paar Worte zu einigen grundlegenden funktionalen Eigenschaften von DegP.
Zunächst ist es eine prozessive Protease, die wir ganz einfach beobachten können,
indem wir uns das Spektrum der Produkte im Zeitablauf anschauen.
Wir kontrollieren den Abfluss der Peptide während einer begrenzten Zeit der Verdauung,
und wir stellen fast, dass es keine Veränderung gibt.
Das ist ein klares Anzeichen dafür, dass keine Zwischenprodukte freigesetzt werden.
Wir müssen das erklären.
Die Produkte sind hauptsächlich 12-mer und 18-mer.
Können wir das erklären?
Wir können es.
Dieser Cartoon zeigt, was geschieht.
Wir betrachten nur den Trimer in diesem Oligomer, den Sie in einer Minute sehen werden.
Dies ist die inaktive Form.
Hier ist die PDC-Domäne, und dort ist die aktive Seite, jetzt geschlossen, der Proteasen-Domäne.
Wenn das aktivierende Peptid bindet, verursacht es eine Strukturveränderung,
die sich bis zum aktiven Bereich in der angrenzenden Proteasen-Domäne ausbreitet, und dann beginnt die Spaltung.
Schauen Sie hier.
Hier findet eine Bindung statt, dann eine Aktivierung und eine Spaltung in dem roten Segment.
Jetzt wird ein neuer c-Terminus generiert, und dieser neue c-Terminus hat dann genau die richtige Sequenz,
um an eine andere PDC-Domäne zu binden.
Das Substrat pendelt also zwischen PDC und den aktiven Bereichen, bleibt in der Kammer und wird vollständig verdaut.
Das erklärt die Prozessivität, und die Entfernungen zwischen den aktiven Bereichen sind dergestalt,
dass wir die Bildung von 12-meren und 18-meren erklären können.
Wenn man DegP aus E.
coli isoliert, stellt man fest, dass es sich um 24-mer handelt,
und zwar um ein 24-mer mit einer zusätzlichen Biegung, die sich als ein OMP herausstellt.
Das ist die Kristallstruktur, die jüngst von Krojer, Ehrmann und Clausen bestimmt wurde.
Es ist ein 24-mer und bildet eine offene Schale, und hier innen befindet sich das Substrat.
In der Kristallografie sehen wir das nicht so abstrakt, denn es ist ungeordnet.
Es hat viele Möglichkeiten, sich in dem symmetrischen Käfig zu orientieren.
Aber seine Größe ist ausreichend für ein OMP, das hier sehr gut hineinpasst.
Wenn wir mit einem Elektronenmikroskop dieses Präparat betrachten, können wir die Gestalt dieses Moleküls bestimmen.
Aber da wir die detaillierte Struktur der Komponenten kennen, können wir sie darin modellieren,
und in dem MVC, das Materie in sich hat, und diese Materie ist ein Substrat, ist ein OMP.
Das ist also die Zusammenfassung.
Wir haben den inaktiven Hexamer, wir haben den aktiven 24-mer.
Die Inaktivität ergibt sich aus der Deformation der Substrat-Bindungsstelle,
so dass diese L2-Schleife die Anknüpfung des Substrats nicht erlaubt.
Im aktiven 24-mer wird das bewegt, und es gibt einen einfachen Zugang zu der Substratbindung.
Das ist der Auslöser.
Der Auslöser ist, wie ich sagte, das c-terminale Segment eines OMP,
das an die PDC-Domäne bindet.
Das fasst noch einmal zusammen, was ich Ihnen erklärt habe.
Lassen Sie es mich wiederholen.
Wir haben das inaktive DegP, die hexamerische Form, nur ein Monomer wird hier angezogen.
Wir haben das gefaltete OMP, aber wenn es sich auseinanderfaltet, gibt es den c-Terminus frei.
Dieser bindet an die PDC-Domäne, was eine Konformationsänderung in der Proteasen-Domäne auslöst.
Zur selben Zeit bildet es eine Hülle, eine 24-merische oder 12-merische Hülle um das Substrat herum.
Das reine Substrat sieht sich mit 24 Proteasen konfrontiert.
Man könnte sagen, es ist hoffnungslos.
Hier drinnen wird es abgebaut, aber zumindest bei niedriger Temperatur besitzt es eine gewisse Chance – die Chance,
dass es sich in dieser Kammer neu faltet, dass es das Signal-Peptid zurückruft und es seinem eigenen Körper einverleibt.
Wenn dies geschieht, dann kehrt DegP zu seiner inaktiven Form zurück.
Das führt zur Demontage der Hülle, und ein intaktes gesundes OMP wird in die Freiheit entlassen.
Dies ist die Chaperon-Protein-Aktivität.
Bei hoher Temperatur ist es in erster Linie eine Protease.
Also, Astrid, es sind noch – Sie gaben mir ...
Am Montag, bei der Zusammenkunft mit den Studenten beim Essen, wurde ich immer wieder nach den Firmen gefragt,
an deren Gründung ich vor einigen Jahren mitgewirkt hatte und die in meinem Lebenslauf erwähnt wurden.
Offensichtlich gab es hier von Seiten der Studenten ein großes Interesse – das ist verständlich.
Nicht alle können einen Job auf dem akademischen Arbeitsmarkt finden und halten nach anderen Chancen Ausschau.
Ich sagte ihnen, dass es diese anderen Chancen gibt und dass ich, zumindest in zwei Fällen, daran beteiligt war,
solche Chancen hervorzubringen.
Lassen Sie mich nur kurz das durchgehen, was geschah.
Das Forschungsgebiet der strukturellen Biologie ist so ausgereift und vollentwickelt,
dass es eine solide Grundlage für geschäftliche Unternehmungen bietet.
Und es ist ein ziemlich interessantes Geschäft.
Es ist ein Geschäft an der Schnittstelle zur Grundlagenforschung,
wenn neue Strukturen beispielsweise zu medizinischen Zwecken oder für die Saatgutwissenschaft bestimmt werden müssen
Die erste dieser Gründungen, an der ich mitwirkte, war Proteros vor ungefähr zehn Jahren.
Mittlerweile ist es ein mittelständisches und tatsächlich florierendes Unternehmen,
das keine großen Investitionen benötigte.
Es wächst durch seine Einnahmen.
Seine Tätigkeit besteht darin, den Kunden – selbstverständlich gegen Geld – Informationen über Protein-Strukturen
und Protein-Ligand-Komplexe zur Verfügung zu stellen.
Diese Informationen sind für Pharma-Unternehmen von Bedeutung, um die Verbindungen,
die sie in Screening-Experimenten entdeckt haben, weiterzuentwickeln.
Proteros bietet die Informationen an und verfügt über die geeigneten Technologien, nämlich üblicherweise die Protein-Produktion.
Sie verkaufen Struktur-Analysen von kovalenten Proteinen und Protein-Ligand-Informationen und leben davon.
Es ist eine interessante Tätigkeit und mit Sicherheit eine Karriere-Alternative zur akademischen Arbeit.
Das zweite Unternehmen ist eine traditionellere moderne Biotech-Firma, und zwar eine Firma,
die ein neues Behandlungsprinzip für Autoimmun-Erkrankungen entwickelt.
Es geht zurück auf meine eigene Arbeit, vor vielen Jahren, an der ersten Struktur eines Antikörper-Moleküls,
das Sie sich hier drehen sehen.
Ein Antikörper-Molekül bindet Antigene an die Spitzen dieser Arme und übt,
wie Sie sehen, seine eigentliche Funktion mit diesem Stamm-Teil aus.
Das war also die erste Art von Experiment.
Das andere war eine neuere zusätzliche Studie, um nämlich die Struktur eines Antikörper-Rezeptors für Immunzellen zu bestimmen.
Dies ist ein entscheidender Vorgang.
Antikörper binden an das Antigen, opsonisieren es – beispielsweise ein Bakterium – und der opsonisierte Komplex
wird von den Immunzellen über ihre Rezeptoren erkannt.
Sie werden Fc-Rezeptoren genannt, denn sie binden an den Fc-Teil des Antikörper-Moleküls.
Dies war die Struktur – immer noch im akademischen Umfeld – aber dann dachten wir uns,
dass dies von großem Nutzen insbesondere bei Autoimmunerkrankungen wäre.
Wir überlegten: das ist eine Immunzelle, das ist ein Antigen-Antikörper-Komplex, die Bindung an den Rezeptor stimuliert sie.
Bei Autoimmunerkrankungen müsste dieser Vorgang gehemmt werden.
Und wir überlegten weiter, dass der passende Antagonist hierfür ein löslicher Fc-Rezeptor wäre
Wir führten einige Tierversuche durch, deren Ergebnisse ziemlich gut waren, und nun befindet es sich in klinischen Tests,
die von SuppreMol durchgeführt werden.
Damit möchte ich schließen und mich für Ihre Aufmerksamkeit bedanken.
